revues des maladies respiratoires - Organe officiel de la Société de Pneumologie de Langue Française (SPLF)

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Revue des Maladies Respiratoires
Volume 28, numéro 10
pages 1293-1309 (décembre 2011)
Doi : 10.1016/j.rmr.2011.02.016
Reçu le : 29 novembre 2010 ;  accepté le : 28 février 2011
Diagnostic et traitement des mycobactérioses atypiques d’expression respiratoire
Diagnosis and treatment of atypical mycobacterial infections of the respiratory tract
 

C. Andréjak a, , F.-X. Lescure b, J.-L. Schmit c, V. Jounieaux a
a Service de pneumologie et réanimation respiratoire, CHU d’Amiens, avenue Laënnec, 80054 Amiens cedex 1, France 
b Service de maladies infectieuses et tropicales, hôpital Tenon, AP–HP, 4, rue de La-Chine, 75020 Paris, France 
c Service de maladies infectieuses et tropicales, CHU d’Amiens, place Victor-Pauchet, 80054 Amiens cedex 1, France 

Auteur correspondant.
Résumé
Introduction

Les mycobactéries non tuberculeuses (MNT) ne sont pas, contrairement aux mycobactéries du complexe tuberculosis , des mycobactéries pathogènes strictes de l’homme. Le diagnostic d’infection et le choix du traitement restent difficiles.

État des connaissances

La mise en évidence d’une MNT dans un prélèvement pulmonaire n’est pas synonyme d’infection. Le diagnostic s’appuie sur l’association des critères cliniques, radiologiques et microbiologiques. Lors de l’isolement d’une MNT sur un prélèvement respiratoire, le diagnostic est plus ou moins probable selon l’espèce isolée. Les principales MNT en France, responsables d’infection pulmonaire, sont Mycobacterium avium intracellulare , Mycobacterium xenopi , Mycobacterium kansasii , Mycobacterium abscessus . Leur prise en charge est difficile et mal connue. Le traitement est bien codifié pour M. avium intracellulare et M. kansasii , avec respectivement l’association clarithromycine–rifampicine–éthambutol et l’association isoniazide–rifampicine–éthambutol. Pour M. xenopi , le traitement optimal n’est pas connu et l’association clarithromycine–rifampicine–éthambutol, avec en alternative la moxifloxacine, est actuellement recommandée. De manière générale, le traitement est long et émaillé de problèmes de tolérance.

Perspectives et conclusion

La prise en charge des infections à MNT, compte tenu de l’augmentation des patients « à risque », est un véritable enjeu. De nombreuses études sont à réaliser pour améliorer les critères d’infection et pour trouver les associations thérapeutiques optimales.

Le texte complet de cet article est disponible en PDF.
Summary
Introduction

Non tuberculous mycobacteria (NTM), unlike tuberculous mycobacteria, are not strictly human pathogens. The diagnosis of infection and the choice of treatment remain difficult.

Background

Evidence of a NTM in a pulmonary sample is not synonymous with infection. The diagnosis depends on the association of clinical, radiological and microbiological factors. If a NTM is isolated from a respiratory sample, the probability of infection depends on the species. The main NTMs responsible for pulmonary infection in France are Mycobacterium avium intracellulare, Mycobacterium xenopi, Mycobacterium kansasi and Mycobacterium abscessus. Their management is difficult and poorly understood. Treatment is well established for M. avium intracellulare and M. kansasii, with combinations of clarithromycin–rifampicin–ethambutol and isoniazid–rifampicin–ethambutol respectively. For M. xenopi , the optimal treatment is not known and a combination of clarithromycin–rifampicin–ethambutol, with moxifloxacin as an alternative, is currently recommended. In general, treatment is prolonged and often associated with problems of tolerance.

Viewpoint and conclusion

The management of NTM infection, taking into account of the increase in patients “at risk”, is an important issue. Further studies are needed to improve the criteria for infection and to find the optimal therapeutic combinations.

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Mots clés : Mycobactéries non tuberculeuses, Mycobacterium avium complex, Mycobacterium kansasii , Mycobacterium xenopi , Mycobacterium abscessus

Keywords : Non tuberculous mycobacteria, Mycobacterium avium complex, Mycobacterium kansasii , Mycobacterium xenopi , Mycobacterium abscessus


Introduction et généralités

Définitions et historique : les bactéries du genre Mycobacterium appartiennent à la famille des Mycobacteriaceae . Elles possèdent une paroi épaisse et riche en lipides qui leur confère des propriétés tinctoriales particulières, notamment l’acido-alcoolo-résistance et une résistance relative à de nombreux antiseptiques comme la soude ou certains détergents. En plus de l’alcoolo-acido-résistance, les critères minimaux pour appartenir au genre Mycobacterium sont un contenu en guanine cytosine de l’ADN élevé entre 61 et 71 % et une composition en acides mycoliques spécifique d’espèce. Elles sont aérobies et ont un temps de doublement le plus souvent prolongé. Les colonies de mycobactéries dites à croissance rapide se développent en trois à sept jours, celles à croissance lente en plusieurs semaines. Parmi ces mycobactéries, on retrouve des espèces pathogènes strictes de l’homme ou des animaux qui sont responsables de la tuberculose (complexe tuberculosis avec Mycobacterium tuberculosis , Mycobacterium bovis , Mycobacterium africanum, Mycobacterium microti ) et de la lèpre (Mycobacterium leprae et Mycobacterium lepraemurium ). Il existe un deuxième groupe comprenant les espèces habituellement non pathogènes strictes pour l’homme. Leur découverte est récente. En effet, c’est Calmette qui, en 1920, affirma l’existence de mycobactéries « atypiques », puisque différentes de M. tuberculosis et de M. bovis . En 1954, Timpe et Runyon ont prouvé de manière définitive que les mycobactéries atypiques avaient un pouvoir pathogène [1]. En 1959, Runyon a établi une classification basée sur la pigmentation des colonies et la vitesse de croissance des mycobactéries atypiques [2]. Ces mycobactéries atypiques se distinguent, en effet, des bacilles de la tuberculose par leurs caractères biochimiques, culturaux, morphologiques et par leur résistance aux antibiotiques. Elles ont le plus souvent une résistance au acide para-aminosalicylique (PAS) et une activité catalasique thermostable [3]. Elles sont classées, selon Runyon, en fonction de la pigmentation de leurs colonies et de leur vitesse de croissance (Tableau 1).

De nombreuses espèces de mycobactéries non tuberculeuses (MNT) ont été décrites depuis la classification de Runyon et très régulièrement de nouvelles sont découvertes. En 1997, environ 50 espèces de MNT avaient été identifiées. En 2007, lors de la publication des dernières recommandations de l’ATS/IDSA, plus de 125 espèces avaient été décrites [4, 5, 6]. Cette augmentation est essentiellement liée à l’amélioration des techniques d’identification, en particulier la biologie moléculaire et le séquençage de l’ARN16s. Ces méthodes ont permis d’identifier de réelles nouvelles espèces, mais aussi, de simplement distinguer certaines espèces proches. Par exemple, Mycobacterium triplex , Mycobacterium lentiflavum , Mycobacterium celatum ou Mycobacterium conspicuum sont classiquement identifiées comme Mycobacterium avium complex (MAC). La liste complète des MNT identifiées est disponible en ligne à mycobacterium.html. Seules quelques MNT : MAC, appelé M. avium complex par les Anglo-saxons, Mycobacterium kansasii, Mycobacterium xenopi, Mycobacterium abscessus (M. abscessus stricto sensus, Mycobacterium massiliense et Mycobacterium bollettii ), Mycobacterium malmoense, Mycobacterium szulgai, Mycobacterium smegmatis ont une pathogénicité pulmonaire prouvée [4].

Épidémiologie des infections à mycobactéries non tuberculeuses
Sources d’infection

Les MNT ne sont pas, par définition, des pathogènes stricts de l’homme, mais des bactéries environnementales. Elles ont été isolées dans l’eau (que ce soit au niveau de sources naturelles d’eau comme les lacs ou les réseaux de distribution de l’eau) et dans la terre [7, 8]. Il n’y a, actuellement, aucun argument pour évoquer une éventuelle transmission animal–homme ou interhumaine [9, 10]. Même chez les patients porteurs d’une mucoviscidose, population à haut risque d’infection à MNT, aucune transmission interhumaine n’a était mise en évidence [11]. La source d’infection semble, donc, uniquement environnementale, bien que la source exacte pour chaque mycobactérie ne soit pas toujours clairement identifiée. Ainsi, pour les infections à MAC et M. xenopi , l’hypothèse retenue est celle d’une transmission via des aérosols d’eau contaminée (par exemple lors de douches). De réelles infections nosocomiales ont ainsi été décrites, comme par exemple, en 1970, avec une épidémie d’infections pulmonaires nosocomiales via la distribution de l’eau d’un hôpital, avec 345 patients ayant des prélèvements pulmonaires positifs à M. xenopi et parmi eux 10 % avec une réelle infection [12].

Incidence des infections à mycobactéries non tuberculeuses

Dans les dernières recommandations de prise en charge, des infections à mycobactéries atypiques ATS/IDSA 2007, une incidence de 1–1,8 cas pour 100 000 habitants par an est évoquée [4]. Les infections à MNT ne font pas l’objet de déclaration obligatoire et l’estimation de l’incidence est, en fait, basée sur le nombre de cas rapportés d’isolement de MNT. En France, une étude menée par le réseau AZAY–mycobactéries a estimé, à l’aide de données d’un réseau sentinelle, l’incidence des infections respiratoires à mycobactéries atypiques à un pour 100 000 habitants [13]. Au Danemark, une étude de cohorte réalisée dans la population danoise a mis en évidence une incidence de patients avec au moins un prélèvement respiratoire positif à MNT de 2,44 pour 100 000 personnes/année et une incidence d’infection pulmonaire à MNT de 1,08 pour 100 000 personnes/année [14]. De manière globale, la plupart des auteurs s’accordent à dire que l’incidence d’isolement des MNT augmente, même s’il reste difficile de savoir si cela est associée à une augmentation du nombre de patients infectés à MNT ou simplement à une amélioration des techniques d’isolement des MNT [15, 16, 17].

D’un pays à l’autre et d’un continent à l’autre, l’épidémiologie des MNT diffère. Ainsi, dans une étude, rétrospective européenne (14 états) sur l’isolement de MNT chez l’homme, les quatre mycobactéries le plus souvent isolées étaient MAC, M. xenopi , M. gordonae et M. kansasii [15]. Si M. xenopi apparaît comme la deuxième mycobactérie isolée en Europe (et la première dans certaines régions, comme le sud-est de la Grande-Bretagne), elle représente moins de 0,01 % des MNT isolées aux États-Unis [4, 15, 18].

En France, selon les données de Dailloux et al., la première mycobactérie responsable d’infection à MNT chez le patient non-VIH est MAC (47,7 %), suivi par M. xenopi (25,2 %), puis par M. kansasii (12,9 %) et, enfin, les mycobactéries à croissance rapide (10,7 %, principalement M. abscessus complex) [13].

Les mycobactéries non tuberculeuses sont des mycobactéries environnementales sans transmission interhumaine.
L’incidence des infections pulmonaires est estimée à une pour 100 000 personnes/année.
Les mycobactéries les plus fréquemment responsables d’infection en France sont, par ordre de fréquence décroissante, MAC, M. xenopi , M. kansasii et M. abscessus .

Facteurs de risque des infections à mycobactéries non tuberculeuses

Peu de données sont disponibles aujourd’hui sur les facteurs de risque réels d’infection à MNT, avec une quasi-absence d’études cas-témoins. Il semble, néanmoins, que la plupart des patients avec un tableau clinique, radiologique et microbiologique d’infection pulmonaire à MNT présentent des comorbidités [14]. Classiquement, les pneumoconioses et les pathologies pulmonaires chroniques sont décrites comme facteurs de risque d’infection à MNT [19, 20, 21, 22, 23, 24, 25, 26, 27]. Dans l’étude de cohorte danoise, plus de la moitié des patients présentaient une pathologie pulmonaire sous-jacente et en particulier une bronchopneumopathie chronique obstructive, un asthme ou des bronchectasies [14]. Les MNT et les bronchectasies semblent très liées, car si les bronchectasies sont un facteur de risque d’infection à MNT, les MNT peuvent favoriser la formation ou l’aggravation de dilatations des bronches [21, 28]. Compte tenu de l’importance de leurs bronchectasies, et probablement avec leur clairance mucociliaire extrêmement pathologique, les patients mucoviscidosiques sont très à risque d’infection à MNT et en particulier à M. abscessus .

D’autres facteurs pourraient également favoriser une infection à MNT. Kim et al. ont décrit un phénotype clinique prédisposé aux infections à MNT. À travers leur cohorte, les 63 patients avec infection à MNT apparaissent plus grands, plus minces, souvent scoliotiques, porteurs de pectus excavatum ou de prolapsus valvulaire mitral par comparaison avec les sujets témoins [29]. Le reflux gastro-œsophagien serait également plus fréquent en cas d’infection à MNT [30, 31]. Thomson et al. émettent l’hypothèse que la suppression de l’acidité par les inhibiteurs de la pompe à protons favoriserait la survie des MNT dans le liquide gastrique [30]. Pour Koh et al., le reflux favorise la libération de MNT dans les voies aériennes par micro-inhalation [31]. L’immunodépression générale (néoplasies, maladies hématologiques, immunosuppresseurs, infection VIH, anti-TNF⍺…) pourraient, comme le décrivent certains cas rapportés, favoriser la survenue d’infection à mycobactéries tuberculeuses ou non [32, 33, 34]. Les patients ayant bénéficié d’allogreffes peuvent également présenter une infection à MNT. Les infections à MNT sont, en revanche, rares chez les patients ayant bénéficié d’une transplantation d’organes solides, hormis la transplantation pulmonaire [35]. Enfin, l’âge, le tabagisme actif, l’alcoolisme, la vie urbaine ou sur le littoral pourraient également favoriser les infections à MNT [36].

Les pathologies pulmonaires chroniques : BPCO, mucoviscidose, bronchectasies, mucoviscidose et plus rarement une immunodépression systémique, semblent favoriser l’émergence d’infection pulmonaire à MNT.
Le reflux gastro-œsophagien, l’âge, le tabagisme actif, l’alcoolisme, la vie urbaine ou sur le littoral pourraient également favoriser les infections à MNT.

Diagnostic des infections à mycobactéries non tuberculeuses
Difficultés diagnostiques et évolution de la définition « d’infection »

Le réservoir des MNT étant environnemental (terre, eau à la fois dans les sources naturelles, mais également dans les réseaux de distribution, même après traitement), la présence d’une MNT dans un prélèvement ne permet pas d’affirmer le diagnostic d’infection. La première difficulté diagnostique est donc de différencier colonisation et infection. Depuis plus de 30ans, de nombreux auteurs ont essayé de définir des critères diagnostiques permettant de différencier infection de colonisation [37]. Les premiers critères d’infection émis par l’American Thoracic Society (ATS), en 1974, [38] imposaient deux exigences : la présentation clinique et radiologique ne pouvait pas être expliquée par une autre pathologie et la mycobactérie devait être isolée seule sur des prélèvements répétés ou au niveau d’un site stérile.

En 1990, l’ATS émet de nouvelles recommandations, plus restrictives pour le diagnostic [39]. En premier lieu, elle différencie les patients avec ou sans lésion cavitaire et précise le nombre minimal de prélèvements devant être positifs pour chaque cas. Devant une lésion cavitaire pulmonaire, il est nécessaire, pour parler d’infection à MNT, d’avoir au moins deux prélèvements respiratoires positifs. Dans le cas d’une lésion non cavitaire, en plus des deux prélèvements respiratoires positifs, un échec de négativation des cultures, après toilette bronchique ou après deux semaines d’un traitement spécifique par antituberculeux, est exigé.

En 1997, l’ATS a mis à jour ses critères diagnostiques [40]. Ceux-ci sont de trois types : clinique, radiologique et bactériologique. Le tableau clinicoradiologique doit être compatible avec une infection à MNT et le nombre de prélèvements positifs nécessaires augmente (trois prélèvements pulmonaires si l’examen direct est négatif, deux sinon), sauf lorsque le prélèvement est un lavage bronchoalvéolaire(LBA) (un seul prélèvement positif est alors nécessaire, quel que soit le résultat de l’examen direct).

Dans les dernières recommandations communes à l’ATS et à l’Infectious Disease Society of America (IDSA), établies en 2007, le nombre de prélèvements pulmonaires positifs, quel que soit le résultat de l’examen direct, est réduit à deux, sauf pour LBA où un seul prélèvement positif reste suffisant au diagnostic [4]. Ces nouveaux critères, en réduisant le nombre de prélèvement nécessaire pour affirmer l’infection, vont probablement augmenter le nombre de patients considérés comme ayant une infection pulmonaire à MNT. C’est pourquoi les recommandations précisent que toutes les infections ne nécessitent pas forcément un traitement, ce qui peut augmenter la complexité de la prise en charge de ces patients. À l’heure actuelle, les critères de définition des infections à MNT restent controversés. Dans les recommandations britanniques de 1999, la présence d’au moins deux cultures positives sur des prélèvements réalisés au moins à sept jours d’intervalle, avec des lésions radiologiques compatibles, quelle que soit la symptomatologie clinique, permet d’affirmer le diagnostic d’infection pulmonaire à MNT [41]. De plus, la BTS insiste sur le fait qu’une « colonisation » peut être suivie à plus ou moins long terme d’une réelle infection à MNT. Dans tous les cas, l’idéal est d’avoir des prélèvements multiples réalisés des jours différents afin d’augmenter la valeur prédictive positive de l’analyse microbiologique. Compte tenu de la lente évolution de la pathologie, la persistance de prélèvements positifs réalisés sur une période de temps longue plaide en faveur d’une réelle infection, non contenue par l’immunité locale ou générale de l’individu. Les recommandations américaines concernant les MNT sont essentiellement déduites des données scientifiques concernant M. avium intracellulare . Par ailleurs, dans l’étude de cohorte danoise, le fait d’être colonisé ou infecté ne semblait pas influencer le pronostic, contrairement à l’espèce de mycobactérie ou le terrain [14]. Enfin, personne ne sait aujourd’hui s’il existe un continuum entre colonisation et infection. Néanmoins, pour ne pas méconnaître une infection évoluant à bas bruit, l’ATS/IDSA 2007 recommande actuellement de répéter les prélèvements jusqu’à ce que le diagnostic soit affirmé ou infirmé (mise en évidence d’un autre diagnostic expliquant la symptomatologie). Ces définitions évolueront probablement encore dans le temps et prendront probablement en compte l’espèce en cause et/ou certains facteurs associés à un mauvais pronostic, comme un examen direct positif [14]. En effet, un examen direct positif semble en faveur d’une charge bactérienne plus élevée puisqu’il faut au moins 5000 à 10 000 bacilles par millilitre (mL) de produit pathologique pour voir au moins un bacille acido-alcoolorésistant (BAAR) sur un frottis avec une probabilité supérieure à 95 %.

Critères cliniques et radiologiques

Selon les critères actuels d’infection à MNT (ATS/IDSA 2007), il est nécessaire d’exiger une symptomatologie pulmonaire clinique (toux, expectoration, dyspnée, hémoptysie…) et radiologique avec, sur la radiographie de thorax, des lésions nodulaires ou cavitaires, confirmées sur une tomodensitométrie thoracique haute résolution (Figure 1, Figure 2). Les lésions peuvent être également à type de syndrome micronodulaire diffus [4].



Figure 1


Figure 1. 

Lésion cavitaire lobaire supérieure droite. Patiente avec une infection à M. kansasii.

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Figure 2


Figure 2. 

Lésions nodulaires apicales droites chez un patient ayant une infection à M. xenopi.

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La lésion cavitaire, superposable à celle constatée dans la tuberculose pulmonaire, peut généralement être diagnostiquée sur une simple radiographie thoracique. Elle n’a pas de caractéristique particulière qui permet de faire la distinction avec une tuberculose pulmonaire. Pour les lésions nodulaires ou sur bronchectasies, le scanner thoracique haute résolution est nécessaire afin de correctement visualiser les différentes lésions, et pouvoir apprécier secondairement leur évolution. Celui-ci permet généralement de mettre en évidence des lésions bronchectasiques dans les lobes moyens et inférieurs associées le plus souvent à des micronodules multiples de moins de 5mm. Il est intéressant de constater que l’atteinte pleurale est extrêmement rare dans les infections à MNT.

La principale difficulté de ces critères réside dans le fait que les signes fonctionnels respiratoires d’infection sont aspécifiques (toux, expectorations, dyspnée) qui peuvent exister dans la pathologie respiratoire chronique sous-jacente sans qu’il n’y ait de surinfection. De plus, comme la majorité de ces patients présentent une pathologie respiratoire chronique favorisant l’infection à MNT, il est difficile de savoir si les signes fonctionnels constatés sont liés à l’infection ou à l’évolution de la maladie sous-jacente.

De même, l’idéal est de posséder une radiographie thoracique antérieure pour affirmer l’apparition de nouvelles lésions, qui, malheureusement sont aspécifiques.

L’un des points essentiels, hors microbiologie, des critères ATS/IDSA 2007 d’infection à MNT est l’exclusion appropriée d’autres diagnostics.

Critères bactériologiques

Les critères microbiologiques sont indispensables au diagnostic d’infection.

Ces critères ont été régulièrement modifiés au cours des dernières décennies. Actuellement, il est nécessaire d’avoir soit :

au moins deux cultures positives à MNT sur deux expectorations prélevées deux jours différents ;
et/ou une culture positive à MNT sur un LBA ou une aspiration bronchique dirigée ;
et/ou une biopsie transbronchique ou une biopsie pulmonaire chirurgicale ayant une histologie en faveur d’une infection à mycobactéries (granulome ou coloration de Ziehl positive) et une culture positive ou une biopsie ayant une histologie compatible avec une mycobactériose et une ou plusieurs expectorations positives en culture à MNT.

Au minimum, le clinicien doit disposer du résultat de trois examens cytobactériologique de crachat réalisés à des dates différentes pour discuter du diagnostic [4]. En effet, 90 à 93 % des patients ayant les critères bactériologiques ATS/IDSA d’infection à MNT ont une réelle infection selon ces mêmes définitions [14] (Tableau 2).

Selon le type de mycobactérie isolée initialement, le diagnostic d’infection est plus ou moins probable. Dans les études cliniques, parmi les patients ayant au moins un prélèvement positif à MNT, seuls 25 à 50 % d’entre eux ont une réelle infection selon les critères ATS/IDSA [14, 42, 43]. Ainsi, M. gordonae, M. terrae complex, M. mucogenicum et M. scrofulaceum sont quasiment toujours non pathogènes et considérés comme de simples contaminants. M. simiae et M. fortuitum peuvent être responsables de réelles infections [44, 45]. À l’opposé, certaines mycobactéries comme M. kansasii et M. szulgai sont quasiment toujours associés à une réelle infection [14, 42, 46]. Certains auteurs pensent même que pour le diagnostic d’infection à M. kansasii , un seul prélèvement pourrait suffire [19, 42]. Enfin, pour MAC, 41 à 67 % des patients ayant au moins un prélèvement positif ont une réelle infection, contre 60 à 73 % des patients avec au moins un prélèvement positif à M. xenopi et 30 à 50 % des patients avec un prélèvement positif à M. abscessus [14, 42]. Pour M. abcessus , le taux d’« infection » est probablement sous-estimé, car jusqu’à récemment aucune distinction n’était faite entre M. abcessus et M. chelonae.

Critères ATS/IDSA 2007 :
Critères clinicoradiologiques.
Critères microbiologiques.
Exclusion des autres diagnostics.
Tout patient suspect d’infection à MNT doit être suivi jusqu’à ce que le diagnostic soit clairement affirmé ou infirmé :
Diagnostic plus ou moins probable selon l’espèce en cause.
M. gordonae , M. terrae complex , M. mucogenicum et M. scrofulaceum  : colonisation.
M. kansasii et M. szulgai  : quasiment toujours infection réelle.
MAC : 40 à 67 % d’infection réelle, M. xenopi 60 à 73 %, M. abscessus 30 à 50 %.

Types de prélèvements

Les prélèvements les plus facilement obtenus sont les examens cytobactériologiques des crachats, à réaliser au moins trois jours séparés. Les aspirations bronchiques par fibroscopie sont plus sensibles que l’examen cytobactériologique des crachats et peuvent donc être utiles au diagnostic [4]. Sugihara et al. suggèrent également que le LBA pourrait être utile au diagnostic d’infection à MNT [47]. La réalisation d’une fibroscopie bronchique n’est pas systématique. Elle est très utile chez le patient pour lequel le diagnostic est suspecté, mais l’examen cytobactériologique des crachats est impossible à réaliser. Néanmoins, si elle est réalisée, à la fois pour avoir des prélèvements de bonne qualité et éliminer un autre diagnostic, il est souhaitable de réaliser des examens cytobactériologiques des crachats postfibroscopie.

Les démarches diagnostiques microbiologiques sont initialement comparables à la recherche de tuberculose. L’examen direct sera fait en routine à l’aide de la coloration à l’auramine, puis confirmé par la coloration de Ziehl-Neelsen pour mettre en évidence des bacilles acido-alcoolorésistants. L’examen microscopique reste peu sensible, parce qu’il faut 5000 à 10 000 bacilles par mL de produit pathologique pour la visualisation d’au moins un BAAR avec une probabilité de 95 % [48].

Compte tenu de la lenteur de croissance des mycobactéries et de leurs exigences nutritives, il est nécessaire d’utiliser des milieux enrichis et de décontaminer les prélèvements avant de les ensemencer. Un bon protocole de décontamination ne doit pas tuer plus de 50 à 90 % des bacilles viables présents. Les prélèvements provenant de sites stériles échappent à cette étape, ce qui les rend plus sensibles.

Pour les cultures, on utilise généralement un milieu solide à l’œuf de Löwenstein-Jensen et un milieu Coletsos (particulièrement adapté à la culture des mycobactéries microaérophiles), ou un milieu gélosé de Middlebrook (7H10 ou 7H11). Il existe une méthode de détection plus rapide sur milieu liquide (7H9) non radiométrique (tubes BBL MGIT, Système BacT/Alert 3D, etc.). La température d’incubation idéale varie selon les mycobactéries: 35 à 37° C pour la plupart (MAC, M. kansasii, M. szulgai …), 42°C pour M. xenopi, 28 à 30° C pour M. ulcerans , M. haemophilium ou M. marinum . Lorsqu’une infection à mycobactérie est suspectée, l’idéal est une culture à 37°C, car la plupart des mycobactéries poussent à cette température, plus ou moins rapidement. Lorsque la mycobactérie en cause est connue et que l’on envoie des prélèvements de contrôle, la température sera adaptée à l’espèce (par exemple 42°C pour M. xenopi ) afin d’optimiser la croissance.

L’idéal est de réaliser à la fois une culture en milieu liquide qui permet un diagnostic « rapide » et une culture sur milieu solide qui permet une évaluation précise du nombre de colonies et donc de la charge bactérienne initiale.

La troisième étape consiste à identifier la mycobactérie. Cette identification a longtemps été basée sur les caractères culturaux (pigmentation des colonies, morphologie et temps de croissance) et biochimiques. Pour différencier M. tuberculosis des MNT, trois tests biochimiques simples peuvent être effectués : recherche de l’activité catalasique après chauffage, niacine-test, sensibilité au PAS. Actuellement, l’identification est le plus souvent réalisée par hybridation moléculaire.

Antibiogramme

Le débat persiste toujours sur l’intérêt de l’antibiogramme pour les MNT. La corrélation entre susceptibilité in vitro et efficacité clinique in vivo n’est pas clairement établie et les données varient d’une mycobactérie à l’autre.

Pour MAC, les études de corrélation entre susceptibilité in vitro et efficacité in vivo des antituberculeux classiques sont négatives [49, 50, 51]. Le seul antibiotique pour lequel les données sont concordantes est la clarithromycine [52, 53, 54]. Dans l’étude de Heifets et al., seuls les patients en échec clinique avaient des souches de MAC résistantes aux macrolides [55]. Les concentrations minimales inhibitrices pour la clarithromycine doivent donc être systématiquement faites pour MAC (CMI<4μg/mL : souche considérée comme sensible ; CMI>32μg/mL : souche considérée comme résistante). En cas de souche résistante aux macrolides, l’évaluation de la susceptibilité in vitro de la moxifloxacine et du linézolide peut être proposée [56].

Pour M. kansasii , seule la sensibilité à la rifampicine doit être recherchée, car la résistance de la souche à la rifampicine est prédictive d’un échec du traitement [56, 57]. La résistance à l’éthambutol et à l’isoniazide est souvent associée à la résistance à la rifampicine [58].

Pour M. xenopi , la plupart des auteurs retrouvent une absence de corrélation entre la sensibilité ou la résistance in vitro et le succès ou l’échec in vivo [37, 59, 60, 61, 62, 63]. En pratique, en l’absence de traitement antérieur, l’antibiogramme n’est pas indiqué, il pourra être proposé en cas d’échec du traitement de première ligne.

Pour les mycobactéries à croissance rapide, l’antibiogramme doit être réalisé par mesure des concentrations minimales inhibitrices sur milieu liquide [56]. Néanmoins, l’interprétation des CMI pour l’imipénème reste problématique [4].

Compte tenu d’une corrélation entre données in vitro et efficacité in vivo non clairement établie, l’antibiogramme sera réservé aux situations suivantes :
les MAC : vérifier la sensibilité à la clarithromycine dès la première ligne ;
M. kansasii  : vérifier la sensibilité à la rifampicine dès la première ligne ;
M. xenopi  : pas d’antibiogramme en première intention : le faire uniquement en cas d’échec du traitement ;
M. abscessus  : antibiogramme systématique.

Particularités liées à l’espèce en cause
M. avium intracellulare (MAC)

Les MAC contient au moins deux espèces : M. avium , principalement responsable de maladie disséminée et M. intracellulare , principalement responsable d’infections respiratoires de présentations cliniques variées. La forme classique correspond à une lésion cavitaire apicale survenant principalement chez des hommes fumeurs, âgés en moyenne de 50ans [49, 64]. Il s’agit le plus souvent d’une forme rapidement progressive (sur un ou deux ans) pouvant aboutir à une destruction pulmonaire et une insuffisance respiratoire chronique.

La deuxième forme classiquement décrite (appelée forme bronchectasiante) correspond à des infiltrats nodulaires et interstitiels du lobe moyen ou de la lingula survenant chez des femmes non fumeuses, âgées [65] (Figure 3). Cette deuxième forme, classiquement appelée « Lady-Windermere Syndrome » est d’évolution beaucoup plus lente et reste l’objet de controverse. De plus, ces lésions bronchectasiantes ne sont pas toujours situées dans le lobe moyen ou la lingula.



Figure 3


Figure 3. 

Lady Windermere syndrome : lésions interstitielles et dilatations des bronches du lobe moyen chez une patiente de 78 ans non fumeuse ayant une infection à M. avium.

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Il est impossible de savoir aujourd’hui si les bronchectasies du lobe moyen prédisposent à l’infection à MAC ou si l’infection à MAC favorise l’apparition de dilatations des bronches.

Enfin, il existe une forme correspondant à une pneumopathie d’hypersensibilité, aussi appelée « hot tub lung » [66, 67]. Cette forme survient essentiellement chez les sujets fréquentant les spas, les saunas (MAC se développant bien dans les eaux chaudes et résistant à la plupart des désinfectants). Les antigènes de MAC seraient responsables d’une réaction immunoallergique à l’origine de la pneumopathie d’hypersensibilité. Classiquement dans les pneumopathies d’hypersensibilité secondaires à des MNT, la mycobactérie n’est pas retrouvée dans les prélèvements respiratoires. Par exemple, M. immunogenum, qui se développe dans les huiles de coupe, paraffine, hydrocarbures aromatiques polycycliques, n’est pas retrouvé dans les prélèvements pulmonaires des travailleurs exposés [68]. Au contraire, MAC peut être retrouvé dans tous les prélèvements respiratoires, et les critères microbiologiques sont fondamentaux dans le diagnostic de pneumopathie d’hypersensibilité à MAC. La lésion histopathologique est un granulome, sans nécrose, souvent centrolobulaire et bronchocentrique [69]. Classiquement, le traitement consiste à une éviction allergénique, une éventuelle corticothérapie et très rarement un traitement antibiotique antimycobactérie [70].

M. xenopi

La première description de M. xenopi date de 1959 quand Schwabacher l’a isolé sur un crapaud Xenopus laevis servant au diagnostic biologique de grossesse [71]. On admet que M. xenopi se transmettrait par l’intermédiaire d’aérosols d’eau contaminée. Les oiseaux ont été considérés comme réservoir naturel de M. xenopi devant une incidence plus importante d’infections sur les côtes de Grande-Bretagne qu’à l’intérieur des terres. Mais aucun prélèvement d’oiseaux marins n’a été positif. L’ATS/IDSA considère que l’infection pulmonaire à M. xenopi peut être résumée par une lésion cavitaire chez un patient ayant une pathologie pulmonaire chronique [4]. Cependant, dans notre étude réalisée en France (136 patients infectés selon les critères ATS 1997), trois tableaux radiocliniques bien distincts ont été individualisés selon le statut immunitaire :

forme excavée du patient ayant une immunodépression locale ;
forme interstitielle du patient ayant une immunodépression systémique ;
forme nodulaire du patient immunocompétent [63].

M . kansasii

M. kansasii a été décrit la première fois par Buhler et Pollak en 1953 et rapidement surnommé le bacille jaune [72]. Il s’agissait de la MNT la plus fréquente dans le monde (en dehors de la Grande-Bretagne) jusqu’à l’épidémie du sida. Cette infection survient essentiellement chez le patient porteur d’une pathologie pulmonaire sous-jacente, en particulier les pneumoconioses et la BPCO [73]. Toutefois, 40 % des patients infectés n’ont aucune comorbidité [74]. L’infection pulmonaire à M. kansasii est cliniquement et radiologiquement très proche de la tuberculose pulmonaire. Ainsi, les lésions sont de type infiltrats et cavernes développés au niveau des apex [75]. Néanmoins, il est également possible d’avoir des lésions nodulaires ou bronchectasiques comme dans les infections à MAC, ce qui pourrait correspondre à une forme plus précoce de la maladie [76]. L’histoire naturelle de l’infection à M. kansasii non traitée est similaire à celle de la tuberculose avec une aggravation clinique, radiologique et la persistance de la mycobactérie dans les prélèvements [77]. Compte tenu de l’évolution naturelle très proche de celle de la tuberculose et du caractère très pathogène de M. kansasii , certains auteurs pensent qu’un seul prélèvement positif peut permettre d’affirmer l’infection [19].

M . szulgai

M. szulgai a été décrit comme une espèce distincte de MNT en 1972. Elle est génétiquement proche de M. malmoense mais, phénotypiquement différente [78]. Bien que cette mycobactérie soit rarement isolée chez l’homme, sa présence dans les prélèvements signe le plus souvent une réelle infection respiratoire [79]. La présentation clinique et radiologique est très proche de la tuberculose, avec des lésions cavitaires apicales chez des patients BPCO ou antécédents de tuberculose pulmonaire. L’immunosuppression est un facteur de risque d’infection extrapulmonaire.

M . malmoense

M. malmoense est principalement responsable d’infections pulmonaires dans le Nord de l’Europe (Scandinavie et Grande-Bretagne). Comme M. kansasii et M. szulgai , M. malmoense est généralement responsable de réelles infections respiratoires, cliniquement et radiologiquement proches de la tuberculose [80].

Mycobactéries à croissance rapide

Les mycobactéries à croissance rapide sont ainsi nommées car elles sont visibles à l’œil nu trois à sept jours après mise en culture contre au minimum 21 à 28jours pour les mycobactéries à croissance lente. Néanmoins, le délai de culture est parfois plus long lors de la première mise en culture issue d’un prélèvement clinique, jusqu’à 35jours environ. La principale mycobactérie à croissance rapide est M. abscessus (environ 80 % des cas d’infections à MNT à croissance rapide) [81]. C’est la première MNT isolée chez les patients porteurs d’une mucoviscidose devant le complexe aviaire, d’après les résultats de l’étude française de l’Observatoire des mycobactéries atypiques (OMA) publié en 2009. Parmi les autres facteurs de risques, on retrouve les dilatations des bronches (même s’il est difficile de savoir si M. abscessus est cause ou conséquence des bronchectasies), le reflux gastro-œsophagien et les fausses routes alimentaires ou les pneumopathies lipidiques [82]. Les patients sont généralement jeunes (moins de 50ans), les lésions radiologiques multilobaires, réticulonodulaires ou alvéolo-interstitielles. Elles prédominent aux apex. Les lésions excavées sont plus rares (15 % des cas) [82].

M. chelonae et M. fortuitum sont rarement responsables d’infections pulmonaires.

M. avium intracellulare  : trois formes cliniques : forme cavitaire, syndrome de Lady Windermere, pneumopathie d’hypersensibilité.
M. xenopi  : trois formes : nodulaire de l’immunocompétent, excavée du patient présentant une immunodépression locale et interstitielle du patient présentant une immunodépression générale.
M. kansasii  : la MNT la plus proche de la tuberculose pulmonaire.
M. abscessus  : la plus fréquente des mycobactéries à croissance rapide.

Cas particuliers
Patients transplantés

Les patients ayant bénéficié d’allogreffes peuvent présenter une infection à MNT. Dans une série de 571 patients, 3 % des patients présentaient une infection pulmonaire à MNT. Les infections à MNT sont rares chez les patients ayant bénéficié d’une transplantation d’organes solides, hormis la transplantation pulmonaire [35]. Parmi ces derniers, les infections à MNT sont plus fréquentes que M. tuberculosis . Elles surviennent tardivement après la greffe et généralement chez des patients ayant un rejet chronique. Les plus fréquentes MNT retrouvées sont M. kansasii et MAC [83, 84].

Un autre problème concerne les patients en attente de greffe. Ils sont porteurs d’affections respiratoires très évoluées, terrain idéal au développement d’infections à MNT. La survenue d’infection à MNT chez ces patients contre-indiquent au moins temporairement la transplantation pulmonaire, le temps d’un traitement antibiotique. Se discutera ensuite au cas par cas, la remise sur la liste de greffe. L’isolement de M. abscessus en prétransplantation pulmonaire est un facteur de risque d’infection posttransplantation [85].

Chez le transplanté, les MNT les plus fréquentes sont dues à M. kansasii et MAC.
Une infection à MNT chez le patient en attente de greffe contre-indique au moins temporairement la transplantation pulmonaire.

Mucoviscidose

De multiples centres de prise en charge des patients mucoviscidosiques retrouvent une prévalence de 4 à 20 % des infections à MNT dans cette population. Les espèces les plus fréquemment rencontrées sont MAC (76 %) et M. abscessus (18 %) avec 4 % des patients ayant les deux espèces [11]. Les données récentes (2009) de l’OMA dans la mucoviscidose mettent en évidence en France une plus grande fréquence du complexe M. abscessus qui apparaît plus fréquemment en cause que le complexe aviaire dans cette population.

La prévalence des MNT semble corrélée à l’âge, approchant les 40 % de patients infectés chez les patients âgés de plus de 40ans. Les cas pédiatriques semblent plus fréquemment présenter les critères ATS/IDSA d’infection et être secondaire à M. abscessus .

En cas de mucoviscidose, il est impossible d’attribuer les signes cliniques à la MNT et donc de valider les critères ATS/IDSA 2007, puisque les symptômes peuvent toujours être liés à Pseudomonas aeruginosa ou Staphylococcus aureus .

Même lorsque initialement les critères ATS/IDSA ne sont pas obtenus, ces patients doivent être surveillés et prélevés régulièrement car l’infection peut évoluer à bas bruit et peut aboutir à une détérioration clinique et au décès. Avant de débuter le traitement antimycobactérien, il est indispensable d’avoir traité les autres pathogènes afin de pouvoir correctement évaluer l’efficacité thérapeutique sous traitement. Enfin, il faut garder à l’esprit le risque de MNT résistante aux macrolides du fait de traitement fréquent par azithromycine au long cours ou aux fluoroquinolones selon les traitements antibiotiques reçus dans les traitements des infections à P. aeruginosa ou S. aureus .

Avant de débuter un traitement antimycobactérien en cas de mucoviscidose, il faut éradiquer les autres pathogènes afin de pouvoir correctement évaluer l’efficacité thérapeutique sous traitement

Pronostic des infections à mycobactéries non tuberculeuses

Le pronostic des infections à MNT est sombre.

Dans une étude de cohorte danoise, le taux de mortalité à trois et cinq ans était respectivement de 27,3 % et 33,5 % en cas de « colonisation » et de 33,6 et 40,1 % en cas d’infection. Les principaux facteurs pronostiques dans ce travail étaient le terrain (âge, sexe et comorbidités) et l’espèce de mycobactérie [14]. Ainsi, M. xenopi apparaissait comme associé de manière indépendante à un plus mauvais pronostic que les infections à MAC. Dans les deux études randomisées de la British Thoracic Society (BTS), M. xenopi apparaissait également comme associé au plus haut taux de mortalité (57 %) [59, 86].

Le terrain apparaît dans tous ces travaux, comme à la fois un facteur de risque clair d’infection à MNT et un facteur de mauvais pronostic.

Traitement des infections à mycobactéries non tuberculeuses
Décision de mise en place d’un traitement

Avant de décider d’instaurer un traitement pour une infection à MNT, il faut d’abord être certain d’être face d’une infection et non en face d’une simple colonisation. Une fois les critères d’infection réunis, l’ATS/IDSA 2007 précise que le traitement n’est pas systématique. Le retentissement clinique de l’infection et l’importance des comorbidités du patient doivent absolument être pris en compte dans la décision de traitement ou non. De plus, certains critères peuvent imposer un traitement sans délai ; comme le fait d’avoir un examen direct positif ou l’ensemble des prélèvements positifs (réalisation systématique d’au moins trois prélèvements lors du diagnostic). Lorsque le clinicien choisit de ne pas traiter, il doit absolument suivre de manière rapprochée ses patients car le traitement pourra secondairement s’avérer nécessaire.

Une fois la décision de traiter est prise, le choix des molécules à utiliser n’est pas toujours aisé et doit s’appuyer initialement sur l’espèce en cause et être adapté secondairement à l’efficacité et à la tolérance du patient.

Durée de traitement et surveillance

La durée du traitement est classiquement basée sur la date de négativation des prélèvements respiratoires. Ainsi, il est recommandé de traiter pendant 12 mois après négativation des cultures et au maximum pendant 18 mois. Cette recommandation implique la réalisation régulière d’examens cytobactériologiques des crachats. L’ATS/IDSA 2007 recommande la réalisation mensuelle d’examen cytobactériologique des crachats [4]. Sous traitement bien conduit, les patients doivent avoir négativé leurs prélèvements dans les 12 mois après le début du traitement et s’être améliorés cliniquement dans les trois à six mois après le début du traitement [4]. En pratique, les examens cytobactériologique des crachats sont rarement faits de manière mensuelle, mais devraient au minimum être réalisé à un mois, trois mois, six mois, neuf et 12 mois après le début du traitement. L’idéal est également d’avoir un prélèvement réalisé à la fin du traitement, puis à distance de l’arrêt pour s’assurer de l’absence de rechute. La guérison est affirmée lorsque les prélèvements restent négatifs trois ans après l’arrêt du traitement.

L’amélioration clinique et radiologique peut être difficile à affirmer car le patient peut présenter au cours du traitement des exacerbations de sa maladie sous-jacente, qui, dans le contexte, pourraient être confondues avec une rechute ou un échec du traitement.

Un monitorage des effets indésirables doit être systématiquement entrepris. La surveillance doit être :

ophtalmologique avec évaluation de l’acuité visuelle (éthambutol et rifabutine), de la vision des couleurs (éthambutol) ;
hépatique (clarithromycine, azithromycine, rifabutine, rifampicine, isoniazide, éthionamide, moxifloxacine) ;
audiométrique et de la fonction vestibulaire (streptomycine, amikacine mais aussi macrolides) ;
fonction rénale (streptomycine et amikacine) ;
numération sanguine (rifabutine) ;
ECG (moxifloxacine).

Les patients recevant à la fois de la clarithromycine et de la rifabutine peuvent présenter des effets indésirables liés à l’interaction des deux médicaments. La clarithromycine majore la toxicité de la rifabutine (uvéite bilatérale) alors que la rifabutine diminue le taux sérique de clarithromycine.

Durée de traitement : 12 mois après négativation des prélèvements, maximum 18 mois.
Nécessité de contrôler régulièrement la bactériologie des crachats durant le traitement, à la fin du traitement et à distance de l’arrêt du traitement.

M. avium intracellulare

Chez le patient non infecté par le VIH, le traitement des infections à MAC par les antituberculeux classiques est peu efficace [87, 88]. Tout d’abord, ces antibiotiques ont une activité in vitro dix à 100 fois inférieure sur MAC par comparaison avec M. tuberculosis . De plus, dans plusieurs études avec un suivi à long terme des patients traités par antituberculeux classiques, les rechutes sont très fréquentes et les patients évoluant le mieux sont ceux ayant bénéficié d’un traitement chirurgical [87, 88].

L’avancée thérapeutique majeure dans le traitement des infections à MAC a été l’introduction des nouveaux macrolides : la clarithromycine et l’azithromycine. Field et al. ont repris dans une revue en 2004 les différentes études publiées sur le traitement des infections à MAC [89]. Ces dernières ont été classées en:

association ne contenant ni rifamycine, ni éthambutol, ni macrolides avec un taux moyen de guérison de 30 % ;
association contenant rifamycine et éthambutol, mais sans macrolides, avec un taux moyen de guérison de 40 % ;
association contenant un macrolide avec un taux moyen de 60 % de guérison [89].

Dans la première étude publiée sur le traitement des infections à MAC par une association contenant la clarithromycine, celle-ci était utilisée à une posologie allant de 500mg à 2000mg/j. Malgré certains biais, cette étude a démontré un lien net entre sensibilité in vitro aux macrolides et réponse in vivo à un traitement en monothérapie avec un macrolide ou contenant un macrolide [52]. L’efficacité d’un traitement contenant un macrolide a été également vérifiée chez les patients VIH positifs ayant une infection à MAC disséminée [90, 91]. Deux macrolides peuvent être proposés : la clarithromycine et l’azithromycine. En terme d’efficacité, la clarithromycine domine, en terme de tolérance c’est l’azithromycine [91]. La clarithromycine est à plus haut risque d’interactions médicamenteuses via le cytochrome P450 . La toxicité de la clarithromycine est dose et concentration sérique dépendante [92]. Sa toxicité est essentiellement gastro-intestinale (goût métallique dans la bouche, nausées et vomissements). À la dose de 1g/j, elle est bien tolérée, surtout si elle est prise en deux fois. Malgré tout, notamment chez les sujets âgés, fragiles, de faible poids, même la posologie de 500mg deux fois par jour peut être mal tolérée sur le plan digestif. Dans les études où le traitement est en monothérapie par macrolide, malgré un succès initial, une partie des patients développent des souches résistantes aux macrolides et rechutent [54]. Les macrolides, molécules-clé du traitement des infections à MAC, ne doivent donc jamais être utilisés en monothérapie. La deuxième molécule-clé est l’éthambutol. La toxicité oculaire de l’éthambutol est plus fréquente chez les patients infectés à MAC que chez les patients tuberculeux, probablement du fait d’un traitement prolongé. Classiquement la troisième molécule utilisée est une rifamycine. La rifampicine est classiquement indiquée dans les infections respiratoires à MAC tandis que la rifabutine est plutôt utilisée dans les infections disséminées du sujet VIH positif. La rifabutine est bien tolérée chez le sujet jeune et a moins d’interactions médicamenteuses via le cytochrome P450 , en particulier pour les inhibiteurs de protéases. Elle diminue moins le taux sérique de clarithromycine, ce qui ne justifie ni un dosage systématique de cette dernière ni une adaptation de posologie. En revanche, la clarithromycine augmente la toxicité de la rifabutine (uvéite bilatérale, par exemple). La rifabutine est moins bien tolérée que la rifampicine chez le sujet âgé, même utilisée à des posologies moindres [53, 54]. Les principales toxicités de la rifabutine sont hématologiques (agranulocytose) et en association avec la clarithromycine digestive, oculaire (uvéite) et rhumatologique (polyarthralgies). La principale toxicité de la rifampicine est hépatique et digestive. Elle peut également entraîner des réactions d’hypersensibilité et des réactions immunologiques. Une attention particulière doit être portée au risque d’interactions médicamenteuses, en particulier chez le sujet âgé.

Les aminosides (amikacine, streptomycine) peuvent être proposés pendant les deux premiers mois de traitement pour des infections à MAC extensives. Une étude comparant deux schémas thérapeutiques avec ou sans streptomycine retrouve un meilleur taux de négativation des prélèvements dans le groupe de patients recevant de la streptomycine [51]. Aucune étude ne démontre la supériorité d’un aminoside par rapport à l’autre. Compte tenu de l’ototoxicité et de la toxicité vestibulaire, un bilan audiométrique doit être réalisé avant mise en place du traitement, puis contrôlé à intervalle répété.

Le traitement recommandé pour une infection pulmonaire à MAC sensible aux macrolides est donc la clarithromycine 500mg deux fois par jour, associée à la rifampicine 10mg/kg par jour en une prise sans dépasser 600mg/j, et à l’éthambutol 15mg/kg par jour. Dans les infections agressives, un aminoside peut être associé initialement. Les recommandations américaines offrent la possibilité d’un traitement intermittent dans les formes bronchectasiantes ou nodulaires non sévères n’ayant jamais été traitées, avec un niveau de preuve IIB. Il s’agit dans ce cas d’une association clarithromycine 1000mg, trois fois par semaine, d’éthambutol 25mg/kg trois fois par semaine et de rifampicine 600mg, trois fois par semaine.

En cas d’infection disséminée chez le patient VIH positif, le traitement sera identique, hormis le remplacement de la rifampicine par la rifabutine (300mg/j).

En cas d’infection respiratoire à MAC résistant aux macrolides, une étude récente a mis en évidence que la stratégie associée au meilleur taux de succès était l’utilisation d’un aminoside et la chirurgie localisée [93]. Dans les molécules possibles à utiliser, on retrouve l’isoniazide (qui était utilisé dans l’ère prémacrolides), la moxifloxacine (fluoroquinolone comportant la meilleure activité antimycobactérienne) et des molécules dont l’utilisation est très limitée de part leur toxicité (clofazimine, cyclosérine, éthionamide, capréomycine).

La chirurgie peut être proposée dans certaines circonstances à des patients ayant une maladie localisée et pouvant supporter sur le plan fonctionnel et général une résection : mauvaise réponse au traitement médical, infection respiratoire à MAC résistant aux macrolides, présence d’une complication sévère de la maladie comme une hémoptysie [87, 88]. Les patients doivent être pris en charge par des chirurgiens thoraciques ayant l’expérience des infections à MNT, compte tenu de la morbimortalité du traitement chirurgical de cette pathologie [94]. Un cas à part est la chirurgie du nodule solitaire qui, en l’absence d’autres lésions radiographiques, peut être curatrice et ne pas nécessiter de traitement antibiotique complémentaire.

Le rôle de « l’immunothérapie » n’est pas actuellement établi. Une étude récente multicentrique, non publiée pour l’instant, utilisant l’interféron gamma inhalé comme traitement additif d’une association contenant un macrolide ne retrouvait pas de bénéfice clinique. L’interféron gamma pourrait être utilisé dans le traitement des infections à MNT chez des patients ayant un déficit en interféron gamma [95]. De même dans l’étude anglaise, l’ajout d’une immunothérapie par M. vaccae ne modifiait pas le pronostic de ces patients [86].

Dans les études, le taux de négativation des prélèvements oscille, en fonction des associations thérapeutiques (monothérapie, trithérapie, quadrithérapie, et du type d’associations), des posologies, des résistances à l’antibiogramme, ou de la fréquence des prises (quotidiennes, trois par semaine…) entre 55 % et 95 % [52, 54, 96, 97, 98]. Néanmoins, le taux moyen de négativation des prélèvements à six mois est proche de 80–85 %. En effet, Tanaka et al. rapportent sous clarithromycine, rifampicine et éthambutol, associés initialement à la kanamycine un taux moyen de 77 % de cultures négatives à six mois [98]. Leur temps moyen de négativation était de 3,6±1,9 mois avec des extrêmes de deux à neuf mois. Griffith et al. retrouvaient un taux de conversion global de 78 % et de 84 % chez les patients n’ayant jamais été traités auparavant [97].

Recommandations thérapeutiques pour M. avium intracellulare pulmonaire :
rifampicine 10mg/kg/j, maximum 600mg/j,
éthambutol 15mg/kg/j,
clarithromycine 1000mg/j en deux prises,
avec aminosides (amikacine ou streptomycine) possible en début de traitement.

En cas de M. avium résistante aux macrolides : nécessité d’un antibiogramme et d’un avis spécialisé, chirurgie à discuter.

M . kansasii

M. kansasii est probablement la plus simple des MNT à traiter. Une fois le diagnostic établi, tous les patients doivent être traités [77, 99]. Aucune étude randomisée n’est disponible pour le traitement des infections à M. kansasii . Néanmoins, il existe diverses études rétrospectives.

La molécule-clé est la rifampicine. C’est la seule pour laquelle la résistance in vitro est prédictive d’échec clinique [56, 57]. Dans la période prérifampicine, le taux de négativation des prélèvements à six mois était de 52 à 81 % avec un taux de rechute à court terme de 10 % [57, 100]. Avec la rifampicine, le devenir des patients s’est complètement modifié, puisque le taux de conversion lorsque le traitement contient de la rifampicine est de 100 % à quatre mois, avec moins de 1 % de rechute à long terme [57, 101, 102]. Pour limiter le risque d’émergence de mutants résistants à la rifampicine, cette dernière ne doit jamais être utilisée en monothérapie.

Le traitement habituel est finalement un traitement antituberculeux classique sans pyrazinamide. Le traitement recommandé est l’association rifampicine (10mg/kgpar jour avec au maximum 600mg/j), éthambutol (15mg/kg par jour), et isoniazide (5mg/kg par jour avec un maximum de 300mg/j) pour une durée de 12 mois après négativation des prélèvements, sans dépasser 18 mois. Il n’y a pas d’indication chirurgicale compte tenu de l’efficacité du traitement médical.

En cas de souche résistance à la rifampicine, le traitement doit être basé sur la sensibilité in vitro. Les principales molécules proposées actuellement sont la moxifloxacine et la clarithromycine [76, 103]. Le sulfaméthoxazole peut également être utilisé ainsi qu’un aminoside (streptomycine) [104].

M . xenopi

Peu de données sont actuellement disponibles sur le traitement des infections pulmonaires à M. xenopi . Il n’y a pour l’instant aucune corrélation démontrée entre données in vitro et efficacité in vivo. L’antibiogramme est donc réservé aux patients en échec thérapeutique.

Seules deux études prospectives randomisées ont été publiées à ce jour, avec malheureusement de faibles effectifs de patients, sans la puissance suffisante pour mettre en évidence une différence [59, 86]. La plus ancienne, publiée en 2003 par Jenkins et al., comparait deux associations thérapeutiques : rifampicine et éthambutol avec ou sans isoniazide [59]. Cette étude, comprenant 42 patients, n’a pas mis en évidence de différence entre les deux groupes. La deuxième étude, publiée en 2008, comparait deux associations thérapeutiques : rifampicine, éthambutol associés soit à la clarithromycine, soit à la ciprofloxacine [86]. Parmi les 371 patients ayant une infection pulmonaire à MNT, 34 avaient une infection pulmonaire à M. xenopi (17 inclus dans chacun des deux bras). Aucune différence en terme de devenir (décès, échec, rechute, guérison) liée à l’infection n’a été mise en évidence dans ce groupe.

En rétrospectif, deux travaux sont à citer : une étude publiée en 2009 comportant 136 patients infectés à M. xenopi et une revue systématique de toutes les études publiées avant 2008 (soit 1255 sujets, 48 travaux) [63, 105]. Dans la première étude, la mortalité à cinq ans était de 69 % ; la présence d’une rifamycine au sein du traitement (p =0,0006) était associée à un bon pronostic, alors que la forme interstitielle radiologique était associée à un mauvais pronostic [63]. En revanche, la présence de clarithromycine au sein du traitement ne semblait pas modifier le pronostic de ces patients[63]. Dans le deuxième travail, Varadi et Marras disposaient de données sur au moins les six premiers mois de traitement sur 188 patients (dans 23 études différentes). Une grosse hétérogénéité des schémas thérapeutiques ressortait [105]. Les patients traités par fluoroquinolones semblaient présenter moins de rechute (p =0,013). Il n’y avait pas d’augmentation significative du taux de succès parmi les associations contenant des macrolides.

Avant de proposer un traitement, l’ATS et l’IDSA, dans leurs dernières recommandations [4] rappellent que l’association thérapeutique optimale et la durée de traitement pour les infections pulmonaires à M. xenopi ne sont pas connues. Le traitement proposé est basé sur l’association clarithromycine, rifampicine et éthambutol. Une fluoroquinolone avec une préférence pour la moxifloxacine peut remplacer l’une des molécules. L’isoniazide peut également être associé à ce traitement. La chirurgie pourrait être proposée en cas d’échec du traitement médical chez des patients ayant une capacité respiratoire correcte.

Peu de données nous permettent aujourd’hui de connaître le meilleur traitement à utiliser. Les informations dont nous disposons aujourd’hui sont en faveur d’un traitement contenant de la rifampicine et de l’éthambutol. Cela correspond aux recommandations des différentes sociétés savantes et cela reste la base du traitement utilisé dans les deux études randomisées [4, 41, 59, 86]. La plupart des auteurs s’accordent à proposer au moins une trithérapie. Parmi les molécules disponibles, la clarithromycine et la moxifloxacine sont deux candidates, du fait de leur CMI basses sur les mycobactéries [106, 107, 108]. Pour essayer d’évaluer ces deux molécules, un essai clinique multicentrique français se met en place (Essai CaMoMy , PHRC 2010). Il s’agit d’une étude randomisée avec pour objectif principal d’évaluer le taux de négativation des prélèvements pulmonaires à six mois sous un traitement comportant de la rifampicine, de l’éthambutol et une troisième molécule : moxifloxacine ou clarithromycine. Les objectifs secondaires sont de comparer les deux associations thérapeutiques.

M. kansasii  : même traitement depuis plus de 20ans : rifampicine 10mg/kg par jour (max. 600mg/j), éthambutol 15mg/kg par jour, isoniazide 5mg/kg par jour (max. 300mg/j) avec une bonne réponse thérapeutique.
M. xenopi  : peu de données disponibles ! Clarithromycine 1000mg/j en deux prises, rifampicine 10mg/kg par jour (max. 600mg/j) éthambutol 15mg/kg par jour,±aminosides en début de traitement, moxifloxacine 400mg/j en alternative.

M . abscessus

Contrairement à l’efficacité des traitements pour les infections à MNT, aucun traitement antibiotique, basé sur la sensibilité in vitro n’a démontré une négativation prolongée des prélèvements pulmonaires. Le but du traitement, actuellement, est donc l’amélioration clinique, radiologique et la négativation des prélèvements pendant au moins 12 mois. Le traitement proposé comporte l’association d’un macrolide, la clarithromycine, associé à de l’amikacine et de la céfoxitine ou de l’imipénème, et doit être basé sur l’antibiogramme. En effet, même si l’éradication de M. abscessus est difficile, il existe une corrélation entre sensibilité in vitro à la clarithromycine et efficacité du traitement. Néanmoins, il faut être prudent avant d’utiliser la clarithromycine. En effet, il a été récemment démontré qu’il existe pour M. abscessus une possible résistance inductible à la clarithromycine conférée par le gène erm . Nash et al. ont montré qu’une souche pouvait apparaître sensible à la clarithromycine après trois jours d’incubation, mais que la souche pouvait apparaître résistante à la clarithromycine si l’incubation était poursuivie 14jours ou si la souche avait été pré-incubée avec de la clarithromycine [109].

Ce traitement permet classiquement de négativer les prélèvements après quatre mois, mais les rechutes sont fréquentes et la guérison rare. On peut considérer que l’infection pulmonaire à M. abscessus est une infection chronique incurable pour la majorité des patients. La « guérison » est plus fréquemment obtenue lorsqu’on peut proposer, après un traitement initial par antibiotiques, une prise en charge chirurgicale radicale [81]. Cette dernière n’est malheureusement possible que lorsque la maladie est limitée.

De nouveaux antibiotiques pourraient être utiles dans le traitement des infections à M. abscessus, mais n’ont pas encore été bien évalués : les oxazolidinones et les glycylcyclines. Environ 50 % des souches sont sensibles in vitro au linézolide, première oxazolidinone ayant été mise sur le marché, mais le traitement au long cours par cette molécule est émaillée de nombreuses complications (anémie, thrombopénie, acidose lactique, parfois fatales, neuropathies périphériques et troubles digestifs). Parmi les glycylcyclines, la tigécycline a une activité in vitro intéressante sur M. abscessus . Ces principaux inconvénients sont la nécessité d’une administration parentérale intraveineuse et la survenue fréquente de nausées.

Autres mycobactéries

Les infections pulmonaires à M. malmoense sont difficiles à traiter. Il n’y a pas de corrélation entre sensibilité in vitro et efficacité in vivo. L’association rifampicine et éthambutol, à laquelle est classiquement associé l’isoniazide semble avoir une certaine efficacité [110]. On peut y ajouter ou remplacer une des molécules par une fluoroquinolone (moxifloxacine) et/ou un macrolide (clarithromycine).

M. szulgai est sensible in vitro à la plupart des antituberculeux. Une sensibilité aux fluoroquinolones et aux macrolides a également été reportée [78, 111, 112]. On propose classiquement un traitement avec au moins trois antibiotiques, dont le choix doit être basé sur les données de sensibilité in vitro [111].

Pour les autres mycobactéries, peu de données sont disponibles et la décision de traiter ainsi que le choix du traitement doivent être discutés au cas par cas.

Conclusion

Beaucoup d’inconnues persistent dans le diagnostic et la prise en charge des infections à MNT. Les critères diagnostiques changeront probablement dans les cinq à dix ans à venir. Peut-être ces nouvelles recommandations prendront-elles en compte l’espèce en cause et/ou certains facteurs associés à un mauvais pronostic, comme un examen direct positif. En effet, selon l’espèce isolée, la probabilité d’un diagnostic positif est plus ou moins importante. La difficulté est double pour les cliniciens : affirmer ou infirmer le diagnostic devant des patients ayant une symptomatologie clinique et radiologique compatible avec une infection, mais aussi une progression de la maladie sous-jacente et un premier prélèvement positif, mais aussi une fois le diagnostic posé décider la mise en place d’un traitement. Ce traitement peut dans certains cas s’appuyer sur un antibiogramme (sensibilité aux macrolides pour MAC ou à la rifampicine pour M. kansasii par exemple). Les recommandations thérapeutiques existent essentiellement pour MAC et M. kansasii . Pour les autres MNT, peu de données sont disponibles actuellement et les recommandations se basent uniquement sur des opinions d’expert. De nombreux travaux sont nécessaires pour améliorer la prise en charge de ces patients dont le pronostic est sombre, en particulier en cas d’infection à M.  xenopi .

Points essentiels

En dehors des mycobactéries responsables de la tuberculose et de la lèpre, on trouve un groupe de mycobactéries dites « atypiques », habituellement non pathogènes strictes pour l’homme.
Il n’existe pas de transmission animal–homme ou interhumaine des MNT, et l’infection est de source environnementale.
En France, la première mycobactérie responsable d’infection à MNT chez le patient non VIH est MAC (47,7 %), suivi par M.  xenopi (25,2 %), M.  kansasii (12,9 %) et les mycobactéries à croissance rapide (10,7 %, principalement M.  abscessus complex ).
Les pneumoconioses et les pathologies pulmonaires chroniques (mucoviscidose surtout) sont des facteurs de risque d’infection à MNT.
Le diagnostic d’infection à MNT repose sur des critères cliniques, radiologiques et bactériologiques.
L’infection par MAC se manifeste par une lésion cavitaire apicale survenant principalement chez des hommes fumeurs, âgés en moyenne de 50ans, des infiltrats nodulaires et interstitiels du lobe moyen ou de la lingula survenant chez des femmes non fumeuses, âgées ou une forme correspondant à une pneumopathie d’hypersensibilité.
L’infection pulmonaire à M.  xenopi se manifeste par trois tableaux radiocliniques bien distincts en fonction du statut immunitaire :
forme excavée du patient ayant une immunodépression locale,
forme interstitielle du patient ayant une immunodépression systémique,
forme nodulaire du patient immunocompétent.

L’infection pulmonaire à M.  kansasii , à M.  szulgai et à M.  malmoense est cliniquement et radiologiquement très proche de la tuberculose pulmonaire.
L’infection à M.  abscessus survient sur tout chez les patients jeunes porteurs d’une mucoviscidose, de dilatations des bronches, de reflux gastro-œsophagien, de fausses routes alimentaires ou de pneumopathies lipidiques et se manifeste par des lésions radiologiques multilobaires, réticulonodulaires ou alvéolo-interstitielles qui prédominent aux apex.

Déclaration d’intérêts

Les auteurs déclarent ne pas avoir de conflits d’intérêts en relation avec cet article.

Références

Timpe A., Runyon E.H. The relationship of “atypical” acid-fast bacteria to human disease. A preliminary report J Lab Clin Med 1954 ;  44 : 202-209
Runyon E.H. Anonymous mycobacteria in pulmonary disease Med Clin North Am 1959 ;  43 : 273-290
Wyplosz B., Truffot-Pernot C., Robert J., et al. Bacteriology of tuberculosis and non tuberculosis mycobacteria Rev Mal Respir 1997 ;  14 : 5S33-48S
Griffith D.E., Aksamit T., Brown-Eliott B.A., et al. An official ATS/IDSA statement: diagnosis, treatment and prevention of nontuberculous mycobacterial diseases Am J Respir Crit Care Med 2007 ;  175 : 367-416 [cross-ref]
McNabb A.D., Eisler K., Adlie M., et al. Assessment of partial sequencing of the 65-kilodalton heat shock protein gene (hsp65 ) for routine identification of mycobacterium species isolated from clinical sources J Clin Microbiol 2004 ;  42 : 3000-3011 [cross-ref]
Tortoli E. Impact of genotypic studies on mycobacterial taxonomy: the new mycobacteria of the 1990s Clin Microbiol Rev 2003 ;  2 : 319-354 [cross-ref]
Falkinham J.O. Nontuberculous mycobacteria in the environment Clin Chest Med 2002 ;  23 : 520-551
Von Reyn C.F., Waddell R.D., Eaton T., et al. Isolation of Mycobacterium avium complex from water in the United States, Finland, Zaire and Kenya J Clin Microbiol 1993 ;  1 : 3227-3230
Meissner G., Anz W. Sources of Mycobacterium avium complex infection resulting in human disease Am Rev Respir Dis 1977 ;  116 : 1057-1064
Tanaka E., Kimoto T., Matsumoto H., et al. Familial pulmonary Mycobacterium avium complex disease Am J Respir Crit Care Med 2000 ;  161 : 1643-1647
Olivier K.N., Weber D.J., Wallace R.J., et al. Nontuberculous mycobacteria. I: multicenter prevalence study in cystic fibrosis Am J Respir Crit Care Med 2003 ;  167 : 828-834 [cross-ref]
Desbordes-Lize J., Fouye G., Lelieur G.M. Mycobacterium xenopi studied during an important hospital endemic Poumon Coeur 1970 ;  26 : 1141-1182
Dailloux M., Abalain M.L., Laurain C., et al. Respiratory infections associated with nontuberculous mycobacteria in non-HIV patients Eur Respir J 2006 ;  28 : 1211-1215 [cross-ref]
Andréjak C., Thomsen V., Johansen I.S., et al. Nontuberculous pulmonary mycobacteriosis in Denmark: incidence and prognostic factors Am J Respir Crit Care Med 2010 ;  181 : 514-521
Martin-Casabona N., Bahrmand A.R., Bennedsen J., et al. Non tuberculous mycobacteria: patterns of isolation. A multi-country retrospective survey Int J Tuberc Lung Dis 2004 ;  8 : 1186-1193
Marras T.K., Chedore P., Ying A.M., et al. Isolation prevalence of pulmonary nontuberculous Mycobacteria in Ontario, 1997–2003 Thorax 2007 ;  62 : 661-666 [cross-ref]
Cox J.N., Brenner E.R., Bryan C.S. Changing pattern of mycobacterial disease at a teaching community hospital Infect Control Hosp Epidemiol 1994 ;  15 : 513-515
Yates M.D., Pozniack A., Uttley A.H.C., et al. Isolation of environmental mycobacteria from clinical specimen in South-East England: 1973–1993 Int J Tuberc Lung Dis 1997 ;  1 : 75-80
Corbett E.L., Churchyard G.J., Clayton T., et al. Risk factors for pulmonary mycobacterial disease in south African goldminers. A case-control study Am J Respir Crit Care Med 1999 ;  159 : 94-99
Sexton P., Harrison A.C. Susceptibility to nontuberculous mycobacterial lung disease Eur Respir J 2008 ;  31 : 1322-1333 [cross-ref]
Fowler S.J., French J., Screaton N.J., et al. Nontuberculous mycobacteria in bronchectasis. Prevalence and patient characteristics Eur Respir J 2008 ;  28 : 1204-1210
Torrens J.K., Dawkins P., Conway S.P., et al. Nontuberculous mycobacteria in cystic fibrosis Thorax 1998 ;  53 : 182-185 [cross-ref]
Costrini A.M., Mahler D.A., Gross W.M., et al. Clinical and roentgenographic features of nosocomial pulmonary disease due to Mycobacterium xenopi Am Rev Respir Dis 1981 ;  123 : 104-109
Smith M.J., Citron K.M. Clinical review of pulmonary disease caused by Mycobacterium xenopi Thorax 1983 ;  38 : 373-377 [cross-ref]
Fujita J., Kishimoto T., Ohtsuki Y., et al. Clinical features ofeleven cases of Mycobacterium avium–intracellulare complex pulmonary disease associated with pneumoconiosis Respir Med 2004 ;  98 : 721-725 [inter-ref]
Maugein J., Dailloux M., Carbonnelle B., et al. Sentinel-site surveillance of Mycobacterium avium complex pulmonary disease Eur Respir J 2005 ;  26 : 1092-1096 [cross-ref]
Morita H., Usami I., Torii M., et al. Isolation of nontuberculous mycobacteria from patients with pneumoconiosis J Infect Chemother 2005 ;  11 : 89-92
Wickremasinghe M., Ozerovitch L.J., Davies G., et al. Nontuberculous mycobacteria in patients with bronchectasis Thorax 2005 ;  60 : 1045-1051 [cross-ref]
Kim R.D., Greenberg D.E., Ehrmantraut M.E., et al. Pulmonary nontuberculous mycobacterial disease. Prospective study of a distinct pre-existing syndrome Am J Resp Crit Care Med 2008 ;  178 : 1066-1074 [cross-ref]
Thomson R.M., Armstrong J.G., Looke D.F. Gastroesophageal reflux disease, acid suppression and Mycobacterium avium complex disease Chest 2007 ;  131 : 1166-1172 [cross-ref]
Koh W.J., Lee J.H., Kwon Y.S., et al. Prevalence of gastroesophageal reflux disease in patients with nontuberculous mycobacterial lung disease Chest 2007 ;  131 : 1825-1830 [cross-ref]
Salama C., Policar M., Venkataraman M. Isolated pulmonary Mycobacterium avium complex infection in patients with human immunodeficiency virus infection: case reports and literature review Clin Infect Dis 2003 ;  37 : e35-e40
Graham J.C., Tweddle D.A., Jenkins D.R., et al. Non-tuberculous mycobacterial infection in children with cancer Eur J Clin Microbiol Infect Dis 1998 ;  17 : 394-397 [cross-ref]
Doucette K., Fisherman J.A. Nontuberculous mycobacterial infection in hematopoietic stem cell and solid organ transplant recipients Clin Infect Dis 2004 ;  38 : 1428-1439 [cross-ref]
Patel R., Roberts G.D., Keating M.R., et al. Infections due to nontuberculous mycobacteria in kidney, heart and liver transplant recipients Clin Infect Dis 1994 ;  19 : 263-273 [cross-ref]
Marras T.K., Daley C.L. Epidemiology of human pulmonary infection with nontuberculous mycobacteria Clin Chest Med 2002 ;  53 : 553-567 [inter-ref]
Banks J., Hunter A.M., Campbell I.A., et al. Pulmonary infection with Mycobacterium xenopi: review of treatment and response Thorax 1984 ;  39 : 376-382 [cross-ref]
American Thoracic Society Diagnosis standards and classification of tuberculosis and other mycobacterial diseases  New York: American Lung Association (1974). p. 25.
Wallace R.J., O’Brien R., Glassroth J., et al. Diagnosis and treatment of disease caused by non tuberculous mycobacteria Am Rev Respir Dis 1990 ;  142 : 940-953
American Thoracic Society Diagnosis and treatment of disease caused by non tuberculous mycobacteria Am J Respir Crit Care Med 1997 ;  156 : S1-S25
British Thoracic Society Management of opportunist mycobacterial infections: joint tuberculosis committee guidelines 1999 Thorax 2000 ;  55 : 210-218
Van Ingen J., Bendien S.A., de Lange W.C.M., et al. Clinical relevance of non-tuberculous mycobacteria isolated in the Nijmegen-Arnhem region, The Netherlands Thorax 2009 ;  64 : 502-506 [cross-ref]
Thomsen V.O., Andersen A.B., Miörner H. Incidence and clinical significance of non-tuberculous mycobacteria isolated from clinical specimens during a 2-year nationwide survey Scand J Infect Dis 2002 ;  34 : 648-653 [cross-ref]
Van Ingen J., Boeree M.J., Dekhuijzen P.N., et al. Clinical relevance of M. simiae in pulmonary samples Eur Respir J 2008 ;  31 : 106-109 [cross-ref]
Park S., Suh G.Y., Chung M.P., et al. Clinical significance of Mycobacterium fortuitum isolated from respiratory specimens Respir Med 2008 ;  102 : 437-442 [cross-ref]
Van Ingen J., Boeree M.J., de Lange W.C., et al. Clinical relevance of Mycobacterium szulgai in the Netherlands Clin Infect Dis 2008 ;  46 : 1200-1205 [cross-ref]
Sugihara E., Hirota N., Niizeki T., et al. Usefulness of bronchial lavage for the diagnosis of pulmonary disease caused by Mycobacterium avium-intracellulare complex (MAC) infection J infect Chemother 2003 ;  9 : 328-332 [cross-ref]
Woods G.L., Washington J.A. Mycobacteria other than Mycobacterium tuberculosis : review of microbiologic and clinical aspects Rev Inf Dis 1987 ;  9 : 275-294 [cross-ref]
The research committee of the British Thoracic Society Pulmonary disease caused by Mycobacterium avium -intracellulare in HIV-negative patients: five year follow-up patients received standardized treatment Int J Tuberc Lung Dis 2002 ;  67 : 628-634
Kobashi Y., Yoshida K., Miyashita N., et al. Relationship between clinical efficacy of treatment of pulmonary Mycobacterium avium complex disease and drug-sensivity testing of Mycobacterium avium complex isolates J Infect Chemother 2006 ;  12 : 195-202 [cross-ref]
Kobashi Y., Matsushima T., Oka M. A double blind randomized study of aminoglycoside infusion with combined therapy for pulmonary Mycobacterium avium complex disease Respir Med 2007 ;  101 : 130-138 [cross-ref]
Dautzenberg B., Piperno D., Diot P., et al. Clarithromycin in the treatment of Mycobacterium avium lung diseases in patients without AIDS Chest 1995 ;  107 : 1035-1040 [cross-ref]
Wallace R.J., Brown B.A., Griffith D.E., et al. Initial clarithromycin monotherapy for Mycobacterium avium-intracellulare complex lung disease Am J Respir Crit Care Med 1994 ;  149 : 1335-1341
Griffith D.E., Brown B.A., Girard W.M., et al. Azithromycin activity against Mycobacterium avium complex lung disease in patients who were not infected with human immunodeficiency virus Clin Infect Dis 1996 ;  23 : 983-989 [cross-ref]
Heifets L., Mar N., Vanderkolk J. Mycobacterium avium strains resistant to clarithromycin and azithromycin Antimicrob Agents Chemother 1993 ;  37 : 2364-2370
National committee for clinical laboratory standards. Susceptibility testing of mycobacteria, nocardiaz, and other aerobic actinomycetes. Approved standard. Wayne, PA: NCCLS ; 2003. Document No. M24-A.
Pezzia W., Raleigh J.W., Bailey M.C., et al. Treatment of pulmonary disease due to Mycobacterium kansasii : recent experience with rifampin Rev Infect Dis 1981 ;  3 : 1035-1039 [cross-ref]
Ahn C.H., Wallace R.J., Steele L.C., et al. Sulfonamide-containing regimens for disease caused by rifampin-resistant Mycobacterium kansasii Am Rev Respir Dis 1987 ;  135 : 10-16
Jenkins P.A., Campbell I.A., Research Comittee of the British Thoracic Society Pulmonary disease caused by Mycobacterium xenopi : five year follow-up of patients receiving standardised treatment Respir Med 2003 ;  97 : 439-444 [cross-ref]
Manfredi R., Nanetti A., Tadolini M., et al. role of Mycobacterium xenopi disease in patients with HIV infection at the time of highly active antiretroviral therapy (HAART). Comparison with the pre-HAART period Tuberculosis 2003 ;  83 : 319-328 [inter-ref]
Baugnée P.E., Pouthier F., Delaunois L. Mycobactériose pulmonaire à Mycobacterium xenopi: sensibilité « in vitro » aux antituberculeux classiques et évolution clinique Acta Clin Belg 1996 ;  51 : 19-27
Heginbothom M.L. The relationship between the in vitro drug susceptibility of opportunist mycobacteria and their in vivo response to treatment Int J Tuberc Lung Dis 2001 ;  5 : 539-545
Andréjak C., Lescure F.X., Pukenyte E., et al. Mycobacterium xenopi pulmonary infections: A multicentric retrospective study of 136 cases in North East France. Clinical and radiological features, treatment and outcome Thorax 2009 ;  64 : 291-296 [inter-ref]
Ahn C.H., McLarty I.W., Ahn S.S., et al. Diagnostic criteria for pulmonary disease caused by Mycobacterium kansasii and Mycobacterium intracellulare Am Rev Respir Dis 1982 ;  125 : 388-391
Reich J.M., Johnson R.E. Mycobacterium avium complex pulmonary disease presenting as an isolated lingular or middle lobe pattern: the Lady Windermere Syndrome Chest 1992 ;  101 : 1605-1609 [cross-ref]
Embil J., Warren P., Yakrus M., et al. Pulmonary illness associated with exposure to Mycobacterium avium complex in hot tub water Chest 1997 ;  111 : 813-816 [cross-ref]
Kahana L., Kay M., Yakrus M., et al. Mycobacterium avium complex infection in an immunocompetent young adult related to hot tub exposure Chest 1997 ;  111 : 242-245 [cross-ref]
Bernstein D.I., Lummus Z.L., Santilli G., et al. Machine operator’s lung: a hypersensitivity pneumonia disorder associated with exposure to metalworking fluid aerosols Chest 1995 ;  108 : 636-641 [cross-ref]
Khoor A., Leslie K., Tazelaar H., et al. Diffuse pulmonary disease caused by nontuberculous mycobacteria in immunocompetent people (hot tub lung) Am J Clin Pathol 2001 ;  115 : 755-762
Hanak V., Kalra S., Aksamit T.R., et al. Hot tub lung presenting features and clinical course of 21 patients Respir Med 2006 ;  100 : 610-615 [cross-ref]
Schwabacher H. A strain of mycobacterium isolated from skin lesions of a cold-blooded animal. Xenopus laevis and its relation to atypical acid fast bacilli occurring in man J Hyg (Lond) 1959 ;  57 : 56-67
Buhler V.B., Pollak A. Human infection with atypical acid-fast organisms: report of two cases with pathologic findings Am J Clin Pathol 1953 ;  23 : 367-374
Ahn C.H., Lowell J.R., Onstad G.D., et al. A demographic study of disease due to Mycobacterium kansasii or Mycobacterium intracellulare-avium in Texas Chest 1979 ;  75 : 120-125 [cross-ref]
Shitrit D., Baum G.L., Priess R., et al. Pulmonary Mycobacterium kansasii infection in Israël, 1999-2004: clinical features, drug susceptibility and outcome Chest 2006 ;  129 : 771-776 [cross-ref]
Evans S.A., Colville A., Evans A.J., et al. Pulmonary Mycobacterium kansasii infection: comparison of the clinical features, treatment and outcome with pulmonary tuberculosis Thorax 1996 ;  51 : 1248-1252 [cross-ref]
Griffith D.E., Brown-Eliott B.A., Wallace R.J. Thrice-weekly clarithromycine-containing regimen for treatment of Mycobacterium kansasii lung disease: results of a preliminary study Clin Infect Dis 2003 ;  37 : 1178-1182 [cross-ref]
Francis P.B., Jay S.J., Johanson W.G. The course of untreated Mycobacterium kansasii disease Am Rev Respir Dis 1975 ;  111 : 477-487
Marks J., Jenkins P.A., Tsukamura M. Mycobacterium szulgai –a new pathogen Tubercle 1972 ;  53 : 210-214 [cross-ref]
Tortoli E., Besozzi G., Lacchini C., et al. pulmonary infection due to Mycobacterium szulgai , case report and review of the literature Eur Respir J 1998 ;  11 : 975-977 [cross-ref]
Hoefsloot W., van Ingen J., de Lange W.C., et al. Clinical relevance of Mycobacterium malmoense isolation in the Netherlands Eur Respir J 2009 ;  34 : 926-931 [cross-ref]
Griffith D.E., Girard W.M., Wallace R.J. Clinical features of pulmonary disease caused by rapidly growing mycobacteria: an analysis of 154 patients Am Rev Respir Dis 1993 ;  147 : 1271
Weinstock D.M., Feinstein M.B., Sepkowitz K.A., et al. High rates of infection and colonization by nontuberculous mycobacteria after allogeneic hematopoietic stem cell transplantation Bone Marrow Transplant 2003 ;  31 : 1015-1021 [cross-ref]
Queipo J.A., Broseta E., Santos M., et al. Mycobacterial infection in a series of 1261 renal transplant recipients Clin Microbiol Infect 2003 ;  9 : 518-525 [cross-ref]
Sermet-Gaudelus I., Le Bourgeois M., Pierre-Audiger C., et al. Mycobacterium abscessus and children with cystic fibrosis Emerg infect Dis 2003 ;  9 : 1587-1591
Zaidi S., Elidemir O., Heinle J.S., et al. Mycobacterium abscessus in cystic fibrosis lung transplant recipients: report of 2 cases and risk for recurrence Transpl Infect Dis 2009 ;  11 : 243-248 [cross-ref]
Jenkins P.A., Campbell I.A., Banks J., et al. Clarithromycin versus ciprofloxacin as adjuncts to rifampicin and ethambutol in treating opportunist mycobacterial lung diseases and an assessment of Mycobacterium vaccae immunotherapy Thorax 2008 ;  63 : 627-634 [cross-ref]
Corpe R.F. Surgical management of pulmonary disease due to Mycobacterium avium intracellulare Rev Infect Dis 1981 ;  13 : 1064-1067 [cross-ref]
Moran J.F., Alexander L.G., Stauh E.W., et al. Long term results of pulmonary resection for atypical mycobacterial disease Am Thorac Surg 1983 ;  35 : 597-604 [cross-ref]
Field S.K., Fisher D., Cowie R.L. Mycobacterium avium complex pulmonary disease in patients without HIV infection Chest 2004 ;  126 : 556-581
Shafran S.D., Singer J., Phillips D.P., et al. A comparison of two regimens for the treatment of Mycobacterium avium complex bacteriema in AIDS: rifabutin, ethambutol, and clarithromycin versus rifampin, ethambutol, clofazimine and ciprofloxacin N Engl J Med 1996 ;  335 : 377
Ward T.T., Rimland D., Kauffman C., et al. randomized, open-label trial of azithromycin plus ethambutol vs clarithromycin plus ethambutol as therapy for Mycobacterium avium complex bacteriema in patients with human deficiency virus infection Clin Infect Dis 1998 ;  27 : 1278-1285
Wallace R.J., Brown B.A., Griffith D.E. Drug intolerance to high-dose clarithromycin among elderly patients Diagn Microbiol Infect Dis 1993 ;  16 : 215-221 [cross-ref]
Griffith D.E., Brown-Eliott B.A., Langsjoen B., et al. Clarithromycin-resistant Mycobacterium avium complex lung disease Am J Respir Crit Care Med 2006 ;  174 : 928-934 [cross-ref]
Pomerantz M.L., Madsen M., Goble M., et al. surgical management of resistant mycobacterial tuberculosis and other mycobacterial pulmonary infections Ann Thorac Surg 1991 ;  52 : 1108-1112 [cross-ref]
Hallstrand T.S., Ochs H.D., Zhu Q., et al. Inhaled IFN-gamma for persistent nontuberculous mycobacterial pulmonary disease due to functional IFN-gamma deficiency Eur Respir J 2004 ;  24 : 367-370 [cross-ref]
Wallace R.J., Brown B.A., Griffith D.E., et al. Clarithromycin regimens for pulmonary Mycobacterium avium complex: the first 50 patients Am J Respir Crit Care Med 1996 ;  153 : 1766-1772
Griffith D.E., Brown B.A., Cegielski P., et al. Early results (at 6 months) with intermittent clarithromycin-including regimens for lung disease due to Mycobacterium avium complex Clin Infect Dis 2000 ;  302 : 288-292 [cross-ref]
Tanaka E., Kimoto T., Tsuyuguchi, et al. Effect of clarithromycine regimen for Mycobacterium avium complex pulmonary disease Am J Respir Crit Care Med 1999 ;  160 : 866-872
Block K.C., Zwerling L., Pletcher M.J., et al. incidence and clinical implications of isolation of Mycobacterium kansasii Ann Intern Med 1998 ;  129 : 698-704
Jenkins DE, Bahar D, Chofnas I. Pulmonary disease due to atypical mycobacterial: current concepts. 1960. pp. 224-231.
Ahn C.H., Lowell J.R., Ahn S.A., et al. Chemotherapy for pulmonary disease due to Mycobacterium kansasii : efficacies of some individual drugs Rev Infect Dis 1981 ;  3 : 1028-1034 [cross-ref]
Ah C.H., Lowell J.R., Ahn S.S., et al. Short court of chemotherapy for pulmonary disease caused by Mycobacterium kansasii Am Rev Respir Dis 1983 ;  128 : 1048-1050
Alcaide F., Calatayud L., Santin M., et al. Comparative in vitro activities of linezolid, telithromycin, clarithromycin, levofloxacin, moxifloxacin, and four conventional antimycobacterial drugs against Mycobacterium kansasii Antimicrob Agents Chemother 2004 ;  48 : 4562-4565 [cross-ref]
Wallace R.J., Dunbar D., Brown B.A., et al. Rifampin-resistant Mycobacterium kansasii Clin Infect Dis 1994 ;  18 : 1736-1743
Varadi R.G., Marras T.K. Pulmonary Mycobacterium xenopi infection in non-HIV-infected patients: a systematic review Int J Tuberc Lung Dis 2009 ;  13 : 1210-1218
Dauendorffer J.N., Laurain C., Weber M., et al. In vitro sensivity of Mycobacterium xenopi to five antibiotics Path Biol 2002 ;  50 : 691-694
Lounis N., Truffot-Pernot C., Bentoucha A., et al. Efficacies of clarithromycin regimens against Mycobacterium xenopi in mice Antimicrob Agents Chemother 2001 ;  45 : 3229-3230 [cross-ref]
Rodriguez Diaz J.C., Lopez M., Ruiz M., et al. In vitro activity of new fluoroquinolones and linezolid against non tuberculous mycobacteria Int J Antimicrob Agents 2003 ;  21 : 585-588 [cross-ref]
Nash K.A., Brown-Elliott B.A., Wallace R.J. A novel gene, erm (41), confers inducible macrolide resistance to clinical isolates of Mycobacterium abscessus but is absent from Mycobacterium chelonae Antimicrob Agents Chemother 2009 ;  53 : 1367-1376 [cross-ref]
Research committee of the British Thoracic, Society Pulmonary disease caused by Mycobacterium malmoense in HIV negative patients: 5-yr follow-up of a patients received standardized treatment Eur Respir J 2003 ;  21 : 478-482
Sanchez-Alarcos J.M.F., de Miguel-Diez J., Bonilla I., et al. Pulmonary infection due to Mycobacterium szulgai Respiration 2003 ;  70 : 533-536 [cross-ref]
Benator D.A., Khan V., Gordin F.M. Mycobacterium szulgai: case-report and review of an unusual pathogen Am J Med Sci 1997 ;  313 : 346-351 [cross-ref]



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