Le corps ciliaire apparaît à la fin du 3^e mois par la formation d’un plissement de la partie postérieure de la cupule optique, première ébauche des procès ciliaires. Ces plissements vont donner l’épithélium ciliaire avec ses deux assises cellulaires et, progressivement, se différencier en procès ciliaires, pars plana et ora serrata (5^e mois).

La formation du mésenchyme oculaire est réalisée en trois phases. Une première vague de cellules issues de la crête neurale va migrer entre la surface de l’ectoderme et le cristallin pour donner l’endothélium cornéen et trabéculaire. Une deuxième vague de cellules issues de la crête neurale va migrer entre l’épithélium cornéen primitif et l’endothélium, pour former les kératocytes et le stroma cornéen. La troisième vague va se localiser entre le cristallin et l’endothélium cornéen pour se transformer plus tard en stroma irien et muscles ciliaires. Les muscles ciliaires s’individualisent à partir du mésoderme au 5^e mois. La conception admise depuis Allen Brian et Bradley est celle d’un clivage progressif entre stroma irien et endothélium cornéen, plus ou moins complet pouvant alors expliquer les malformations embryologiques de l’AIC telles que l’embryotoxon ou le syndrome d’Axenfeld. La vascularisation de la choroïde, du corps ciliaire et de l’iris est également essentiellement d’origine mésodermique. Des vaisseaux pénètrent le stroma irien à partir d’un anneau irien externe (grand cercle vasculaire de l’iris). Par la suite, des artères ciliaires longues postérieures ayant atteint le corps ciliaire s’anastomosent avec les vaisseaux annulaires, formant ainsi le futur cercle artériel majeur de l’iris (ou grand cercle artériel de l’iris), origine de la vascularisation des procès ciliaires (tableau 7-1).

La base du corps ciliaire, c’est-à-dire sa partie charnue, est essentiellement constituée de divers faisceaux musculaires, responsables notamment de l’accommodation. On distingue des fibres musculaires longitudinales, s’insérant sur l’éperon scléral, parfois nommées muscle de Brücke-Wallace, et des fibres musculaires circulaires parfois nommées muscle de Rouget-Müller. Les fibres longitudinales fixent le corps ciliaire sur la paroi de l’œil, au niveau de l’éperon scléral. Les fibres musculaires se dirigent ensuite en arrière et en dehors, se terminant dans la choroïde ou dans l’espace suprachoroïdien, au niveau de l’équateur du globe. Les fibres circulaires constituent la portion antérieure et interne du corps ciliaire et sont parallèles au limbe. La contraction de ces fibres circulaires permet de varier le diamètre du corps ciliaire et participe ainsi au processus d’accommodation. Les coupes histologiques montrent fréquemment chez l’homme la présence également de fibres obliques intermédiaires entre les deux contingents musculaires cités ci-dessus.

La formation de l’HA a lieu principalement au niveau des procès ciliaires, au nombre de 60 à 80 chez l’homme et composés d’un axe conjonctivovasculaire recouvert d’un épithélium bistratifié. Chaque procès ciliaire est centré sur une artériole, branche du grand cercle artériel de l’iris. Cette artériole se divise en deux ou trois rameaux qui donnent de nombreux capillaires fenêtrés auxquels fait suite un système veineux de retour qui gagne les vortiqueuses. L’endothélium et la membrane basale de ces vaisseaux sont fins, entourés de peu de péricytes, et relativement perméables aux liquides et molécules de petite et même de grande taille. Cette armature vasculaire centrale est au sein d’un stroma conjonctif axial qui sépare les vaisseaux de l’épithélium ciliaire. Le stroma est constitué de substance fondamentale (mucopolysaccharides, glycosaminoglycanes), de fibres de collagène essentiellement de type 3, d’élastine et de cellules conjonctivales (fibroblastes) [62]. Des éléments figurés du sang ou des cellules dérivées sont parfois retrouvés, témoignant de la perméabilité importante de l’endothélium capillaire, de la membrane basale de l’endothélium et des tissus conjonctifs voisins. L’épithélium ciliaire comporte deux couches cellulaires réunies par leur face apicale : une couche externe de cellules cubiques, fortement pigmentées, en regard du stroma des procès ciliaires dont elles sont séparées par une membrane basale, la limitante externe, et une couche interne de cellules cylindriques, non pigmentées, à noyau ovale et cytoplasme contenant de nombreux organites (appareil de Golgi, réticulum endoplasmique, mitochondries), en regard de la chambre postérieure dont elles sont séparées par la limitante interne. La membrane limitante interne, qui sépare ainsi l’épithélium ciliaire de la chambre postérieure, est constituée de glycoprotéines telles que les collagènes de types 1, 3 et 4, ainsi que de laminines [76]. D’autres protéines telles que la vimentine ou des canaux aqueux de type aquaporines 1 et 4 sont également exprimés au niveau de l’épithélium ciliaire non pigmenté [36, 134].

Les cellules de l’épithélium ciliaire non pigmenté sont unies entre elles par des complexes jonctionnels particulièrement développés sur leur membrane cytoplasmique apicale et latérale [93]. Des jonctions adhérentes, les desmosomes, assurent la cohésion mécanique des cellules entre elles. Des jonctions serrées imperméables, les zonulae occludentes (tight junctions) sont présentes seulement entre les cellules non pigmentées : elles assurent la cohésion cellulaire mais constituent surtout un système étanche qui, avec les membranes plasmiques des cellules, empêche la diffusion libre des substances de poids moléculaire moyen ou élevé entre le stroma ciliaire et la chambre postérieure (barrière hémato-aqueuse du corps ciliaire). Des jonctions communicantes (gap junctions) permettent le passage des petites molécules et des ions d’une cellule à l’autre, participant ainsi au système d’échange intercellulaire, et sont retrouvées entre les cellules pigmentées, entre les cellules non pigmentées, et entre les cellules pigmentées et non pigmentées. Il est à noter que des microvillosités des membranes plasmatiques apicales de deux couches cellulaires sont retrouvées en microscopie électronique, augmentant ainsi la surface de contact entre ces deux assises cellulaires.

La vascularisation de la région du corps ciliaire est de type anastomotique, issue notamment des artères ciliaires postérieures et des artères ciliaires antérieures, provenant toutes essentiellement ou exclusivement de l’artère ophtalmique [53, 66].

Les différents muscles de l’orbite reçoivent plusieurs artères, essentiellement mais pas exclusivement originaires de l’artère ophtalmique, qui abordent le muscle en arrière et le parcourent d’arrière en avant. Ces artères musculaires, elles-mêmes partiellement anastomosées entre elles, vont former à la partie antérieure des muscles les artères ciliaires antérieures (un à deux par muscle droit) qui perforent la sclère quelques millimètres en arrière du limbe. Les artères ciliaires antérieures sont essentiellement destinées à constituer le grand cercle artériel de l’iris lors de leur anastomose avec les artères ciliaires longues postérieures, mais fournissent également de petites branches vascularisant directement le corps ciliaire ou l’iris, ainsi que des branches récurrentes participant à la vascularisation de la choriocapillaire.

Les artères ciliaires longues postérieures sont généralement deux, mais leur nombre peut varier d’une à quatre. L’artère ciliaire longue latérale, relativement fixe, naît de l’artère ophtalmique, de sa partie latéro-optique ou optique. Elle suit la face latérale du nerf optique jusqu’au globe oculaire où elle perfore la sclère, environ 4 mm en dehors de la papille. Elle est en général de plus grand diamètre que son homologue médiale. L’artère ciliaire longue médiale naît de la partie latéro-optique, optique ou médio-optique de l’artère ophtalmique, parfois de l’artère musculaire inférieure. Elle va longer la face médiale du nerf optique jusqu’à la papille puis traverser la sclère. Chaque artère ciliaire longue chemine alors d’arrière en avant dans l’espace suprachoroïdien sur les méridiens de 3 heures et 9 heures, pour aller former le grand cercle artériel de l’iris.

L’anastomose des artères ciliaires antérieures et longues postérieures forme le grand cercle artériel de l’iris, situé dans la base du corps ciliaire juste en arrière de la racine de l’iris. Des études réalisées chez l’homme et chez des primates non humains semblent montrer que la contribution des artères ciliaires longues postérieures est prédominante. Chaque procès ciliaire est généralement vascularisé par deux artérioles ciliaires issues du grand cercle artériel, une antérieure et une postérieure. Les veines ciliaires se drainent essentiellement dans des veines situées à la jonction de la sclère et du corps ciliaire, se dirigeant ensuite postérieurement pour s’aboucher dans le lacis veineux de la choroïde. Une partie du drainage est également réalisée par des veinules qui perforent la sclère et se poursuivent par des veines épisclérales et conjonctivales.

Des terminaisons nerveuses du système sympathique et du système parasympathique innervent le corps ciliaire [101]. Les fibres du système sympathique proviennent du ganglion cervical supérieur et se terminent essentiellement au voisinage immédiat des vaisseaux ciliaires. En l’absence d’innervation de l’épithélium ciliaire, il est supposé que les neurotransmetteurs catécholaminergiques atteignent les récepteurs correspondants de l’épithélium ciliaire par cette voie. La stimulation du système sympathique augmente la sécrétion ciliaire (voir plus loin « Régulation de la formation de l’humeur aqueuse »). Les fibres du système parasympapthique proviennent du noyau d’Edinger-Westphal et se terminent essentiellement dans les muscles ciliaires. L’acétylcholine produite par la stimulation du système parasympathique stimule les récepteurs cholinergiques des fibres musculaires. La contraction du muscle ciliaire augmentera ainsi l’élimination d’HA, à la fois par voie trabéculaire et uvéosclérale.

La diffusion simple est la diffusion passive d’éléments au travers de la membrane plasmique dans le sens des concentrations fortes vers les concentrations faibles, jusqu’à équilibre des concentrations de part et d’autre de la membrane. La diffusion libre est un phénomène physique passif. Ce type de passage n’est possible que si la molécule est « soluble » dans la membrane phospholipidique, c’est-à-dire qu’elle peut traverser directement la bicouche de phospholipides. La molécule doit donc être hydrophobe (apolaire) ou, si elle est hydrophile (polaire), être suffisamment petite. Quelques substances hydrosolubles traversent également la membrane plasmique, sous le seul effet du gradient de concentration, probablement au travers de « pores » situés dans sa partie protéinique. La diffusion simple est caractérisée par une absence de saturation, une vitesse de diffusion dépendante de la différence de concentration (gradient de concentration, ou électrochimique pour des ions) mais aussi de la taille de la protéine et de la température, une absence de spécificité (ce gradient de concentration n’est pas régulé), et une certaine lenteur car les molécules doivent se dissoudre dans la double couche de phospholipides avant de passer de l’autre côté de la membrane. Ce mécanisme est lent par rapport à la diffusion facilitée.

Certaines substances, comme le glucose, la plupart des acides aminés et l’acide ascorbique, traversent la membrane plasmique de façon beaucoup plus rapide que des substances de même famille, de poids moléculaire voisin mais de structure différente. Pour ces substances, la vitesse de traversée de la membrane augmente avec leur concentration plasmatique jusqu’à un certain seuil au-delà duquel elle se stabilise. Ces constatations sont en faveur de la mise en jeu d’un transporteur membranaire de nature protéique, qui se lie transitoirement à la substance lors de son passage transmembranaire pour la déposer de l’autre côté de la membrane : ce mécanisme est appelé diffusion facilitée. La saturation du transporteur pour des concentrations trop élevées de la substance explique la limitation de la vitesse de son passage. Ce mode de transport est donc spécifique, rapide et régulé, les protéines de canal ayant la capacité de se fermer. Il ne consomme pas d’énergie et ne peut donc pas s’opposer à un gradient de concentration.

Les différents ions diffusent assez librement du plasma vers le stroma des procès ciliaires, par l’intermédiaire des capillaires fenêtrés. La lame basale des cellules pigmentées semble également être relativement perméable aux différents ions. Au niveau de la membrane plasmatique basale et latérale des cellules pigmentées, différents canaux et transporteurs protéiques permettent le passage des ions sodium dans le cytosol des cellules pigmentées. Les antiports Na⁺/H⁺ et Cl^–/HCO₃^– permettent le passage d’un ion sodium en échange d’un proton, et d’un ion chlore en échange d’un ion bicarbonate, respectivement. Le cotransporteur Na-K-2Cl permet le passage simultané d’ions sodium, potassium et chlore de façon à équilibrer les charges. Le rôle du passage d’ions chlore est probablement aussi important que celui du transport d’ions sodium. Ainsi, chez des lapins, il a été montré que des agonistes de récepteurs à l’adénosine A3 augmentaient simultanément le passage d’ions chlore et la PIO, et qu’a contrario, des antagonistes de ces récepteurs diminuaient simultanément le passage d’ions chlore et la PIO. Chez des bovins, il a été montré qu’un dérivé de l’acide disulfonique (4,4′-diisothiocyanatostilbene-2,2′-disulfonic acid – DIDS) inhibiteur de l’antiport Cl^–/HCO₃^– et de canaux chlore, ainsi qu’un dérivé de l’acide benzoïque inhibiteur des canaux chlore de l’épithélium non pigmenté diminuaient respectivement de 55 et 25 % la production d’HA. De même, chez des bovins, le bumétanide (inhibiteur du cotransporteur Na-K-2Cl) et le furosémide (inhibiteur de transporteurs anioniques) réduisaient respectivement de 35 et 45 % la production d’HA. Enfin, différentes catécholamines telles que l’épinéphrine, la norépinéphrine et la dopamine qui stimulent le cotransporteur Na-K-2Cl augmentent la production d’HA.

Différentes isoenzymes de l’anhydrase carbonique (2, 4 et 12) sont présentes en abondance au niveau de la face intracellulaire de la membrane plasmatique basale et latérale des cellules pigmentées. Cette enzyme favorise la transformation du CO₂ et de l’H₂O en HCO₃^– et H⁺, et fournit donc des protons et ions bicarbonate nécessaires au passage des ions sodium et chlore.

Un échange serait permis par un antiport Na⁺/H⁺ aux pôles apicaux des cellules non pigmentées (gap junction), la production d’ions H⁺ étant catalysée par l’anhydrase carbonique. Un ion sodium pénétrerait dans la cellule non pigmentée en échange d’un ion H⁺. Différents canaux chlore transmembranaires permettraient aux ions chlore de passer des cellules pigmentées aux cellules non pigmentées. L’enzyme anhydrase carbonique peut être inhibée médicalement (inhibiteurs de l’anhydrase carbonique).

L’enzyme Na⁺/K⁺-ATPase présente essentiellement à la face intracellulaire de la membrane plasmatique basale des cellules pigmentées, en transformant l’ATP (adénosine triphosphate) en ADP (adénosine diphosphate), fournit l’énergie nécessaire pour le transfert du sodium vers la chambre postérieure [20]. La Na⁺/K⁺-ATPase pompe les ions Na⁺ situés à l’intérieur des cellules non pigmentées et les rejette hors du pôle basal de ces cellules ; en même temps, elle mobilise les ions K⁺ de l’HA et permet leur passage intracellulaire. La pompe sodium-potassium transporte plus d’ions Na⁺ que d’ions K⁺ (trois ions Na⁺ sont échangés avec deux ions K⁺) [82]. La diffusion d’ions chlore des cellules non pigmentées vers la chambre postérieure par des canaux chlore transmembranaires permet de maintenir l’électroneutralité. L’inhibition de l’enzyme Na⁺/K⁺-ATPase par un glycoside cardiotonique (par exemple l’ouabaïne) ou par le vanadate diminue la production d’HA et la PIO chez l’homme et chez l’animal, confirmant que le transport actif du potassium du plasma vers la chambre postérieure est le mécanisme prédominant de sécrétion de l’HA [13, 14, 20].

L’augmentation de concentration des ions Na⁺ dans les espaces intercellulaires en aval des jonctions serrées et dans les invaginations membranaires du pôle basal des cellules non pigmentées crée un environnement hyperosmotique et, par conséquent, un appel d’eau à partir de l’intérieur des cellules. La diffusion de l’eau est facilitée par des protéines transmembranaires de type aquaporine, présentes aussi bien au niveau des cellules pigmentées et non pigmentées.

L’innervation sympathique du corps ciliaire provient de la chaîne sympathique cervicale et parvient à l’œil par les nerfs ciliaires. Elle est présente dans les vaisseaux sanguins uvéaux, la base et le stroma des procès ciliaires. L’épithélium ciliaire possède de nombreux récepteurs aux médiateurs du système sympathique, mais ces récepteurs ne sont a priori pas en contact avec des fibres nerveuses du système sympathique. Certains auteurs ont émis l’hypothèse que la stimulation des nerfs du système sympathique innervant l’œil pouvait, par l’intermédiaire des récepteurs situés dans les artérioles et capillaires ciliaires, aboutir à une libération sanguine de médiateurs qui gagneraient ensuite l’épithélium ciliaire après avoir traversé les capillaires fenêtrés et le stroma ciliaire (action paracrine). Ainsi, la stimulation des chaînes sympathiques cervicales augmente la sécrétion aqueuse chez le singe, mais de façon modeste. D’autres auteurs ont suggéré que l’action du système sympathique sur l’épithélium ciliaire était essentiellement réalisée par des catécholamines produites par la glande surrénale et transportées par voie humorale (action endocrine).

Les effets des agonistes et antagonistes adrénergiques sont clairement établis. Les agonistes non sélectifs tels que l’épinéphrine (α₁ et α₂, β₁ et β₂) stimulent la sécrétion aqueuse lorsqu’ils sont administrés ponctuellement. Une administration à plus long terme peut en revanche réduire la sécrétion aqueuse, probablement par stimulation préférentielle des récepteurs α [80, 81]. Les agonistes bêta-sélectifs (isoprotérénol, terbutaline, salbutamol) stimulent la production d’HA chez le singe sous anesthésie générale et chez l’homme durant le sommeil [19, 45]. Chez l’homme éveillé, les agonistes β n’ont en revanche pas d’effet sur la sécrétion d’HA [111].

On peut donc supposer que la formation d’HA est à un niveau basal la nuit, non stimulée, alors qu’elle augmente durant le jour par activation des récepteurs bêta secondaire à une augmentation d’activité du système nerveux sympathique et/ou à une augmentation de la concentration des catécholamines circulantes. La stimulation des récepteurs bêta-adrénergiques augmente la production intracellulaire d’AMP cyclique, aboutissant à une augmentation de l’hydrolyse de l’adénosine triphosphate en adénosine diphosphate, augmentant notamment l’activité de l’enzyme Na⁺/K⁺-ATPase de la membrane plasmatique des cellules non pigmentées de l’épithélium ciliaire, et donc l’excrétion de sodium en chambre postérieure et la formation d’HA [31, 106]. Les antagonistes non sélectifs bêta 1 et 2 (timolol, lévobunolol, métipranolol) diminuent la sécrétion aqueuse le jour mais pas la nuit [31, 34, 106]. Les antagonistes sélectifs bêta 1 (bétaxolol) ont le même effet [23, 126].

Les agonistes et antagonistes α₁ ont peu d’effet sur la formation d’HA [68, 69]. Les agonistes sélectifs α₂ (clonidine, apraclonidine, brimonidine) réduisent, en revanche, la formation d’HA [46]. Certaines études ont néanmoins montré qu’une administration prolongée de brimonidine semblait en fait avoir plus d’effet sur l’augmentation de l’élimination de l’HA par voie uvéosclérale que sur la diminution de la sécrétion aqueuse.

L’innervation parasympathique de l’œil provient essentiellement du noyau d’Edinger-Westphal en suivant le trajet du nerf oculomoteur commun jusqu’au ganglion ciliaire où les fibres font relais, avant d’emprunter les nerfs ciliaires. Un second contingent de fibres parasympathiques emprunte le trajet du nerf facial pour parvenir, avec ce dernier, au ganglion ptérygopalatin où elles font relais avant de se diriger vers l’œil. Si la stimulation des fibres parasympathiques, véhiculées par la III^e paire et se dirigeant vers l’œil, ou la stimulation des récepteurs du système parasympathique par des agonistes administrés par voie topique entraîne des modifications de l’élimination de l’HA par contraction des fibres musculaires ciliaires s’insérant sur l’éperon scléral, l’effet du système parasympathique sur la sécrétion aqueuse n’est pas précisément connu, même s’il semble être de toute façon mineur. Des lésions de la voie parasympathique empruntant le nerf facial et le ganglion ptérygopalatin diminuent, en revanche, la PIO chez les sujets sains comme chez les patients glaucomateux, la stimulation expérimentale ayant l’effet contraire chez les singes. L’élévation de la sécrétion aqueuse qui peut être rencontrée lors de la stimulation du système parasympathique peut être liée à la vasodilatation induite et à l’augmentation secondaire du flux sanguin à destinée choroïdienne, irienne et ciliaire. Les effets des agonistes muscariniques (substances qui reproduisent les effets de la stimulation postganglionnaire du parasympathique) sur la formation d’HA sont contradictoires avec des études rapportant la diminution de production, l’absence d’effet ou l’augmentation de production.

L’existence de récepteurs sérotoninergiques de type 5-HT1A et 5-HT2A dans le corps ciliaire et l’épithélium ciliaire a été rapportée. Ainsi, la kétansérine, antagoniste des récepteurs 5-HT2A de la sérotonine mais aussi des récepteurs α-adrénergiques, diminue la sécrétion aqueuse chez le lapin, le chat et le singe [24]. Des agonistes des récepteurs 5-HT1A, tels le flesinoxan ou la 8-OH-DPAT, diminuent également la sécrétion aqueuse [34, 26, 27].

L’ibopamine, agoniste des récepteurs dopaminergiques et adrénergiques, augmente la sécrétion aqueuse. Son effet sur la PIO peut en revanche être paradoxal, des études ayant montré un effet hypotonisant de cet agent, alors qu’un autre travail a retrouvé une élévation pressionnelle [8, 77]. Chez le lapin, une étude a montré que la perfusion intraveineuse de faibles doses de dopamine augmentait le flux sanguin ciliaire et la sécrétion aqueuse, mais diminuait la PIO, et que la perfusion intraveineuse de doses plus importantes de dopamine diminuait le flux sanguin ciliaire, la sécrétion aqueuse et la PIO [95].

Un composant du cannabis, le Δ-9-tétrahydrocannabinol (THC), réduit la sécrétion aqueuse lorsqu’il est inhalé ou administré par voie sanguine [89]. Bien que cet agent soit une substance très liposoluble, son administration par voie topique produit en revanche peu ou pas d’effet sur la PIO chez l’homme [49]. Des études ont montré l’existence de récepteurs CB1 au THC dans les procès ciliaires humains et animaux. Un agoniste des récepteurs CB1, le WIN-55-212, diminue la sécrétion aqueuse et la PIO de singes sains et glaucomateux, sans augmenter l’élimination de l’HA par voie trabéculaire ou uvéosclérale [28].

Il joint l’anneau de Schwalbe, en avant, au corps ciliaire et à la face antérieure de la racine de l’iris en arrière. Il est constitué de deux à quatre couches de piliers d’un diamètre de 5 à 12 µm, constitués d’un axe de fibres de collagène et d’élastine parallèles à la surface du limbe cornéoscléral. Ces piliers sont entourés d’une membrane basale sur laquelle reposent les cellules endothéliales trabéculaires, fibroblastes différenciés, appelées également cellules trabéculaires ou trabéculocytes. L’agencement de ces piliers laisse des espaces et des orifices larges (25 à 75 µm) qui n’offrent pas de résistance réelle au passage de l’HA.

Il est formé de lamelles conjonctives superposées et percées d’orifices ovalaires de taille progressivement décroissante (2 à 12 µm de diamètre), tendues de l’anneau de Schwalbe à l’éperon scléral. Sa section est de forme triangulaire, les lamelles devenant de plus en plus nombreuses au fur et à mesure qu’on s’approche de l’éperon. Chaque lamelle, de 5 µm d’épaisseur environ, est composée de quatre couches successives. Un tissu conjonctif constitué notamment de fibres de collagène (types 1 et 3) et d’élastine constitue la partie la plus interne. Une couche essentiellement composée d’élastine entoure ensuite cet axe conjonctif. Une couche de substance fondamentale sépare ensuite la couche de fibres d’élastine de la membrane basale de l’endothélium trabéculaire. Les cellules endothéliales trabéculaires forment une monocouche continue. Elles sont jointes par des jonctions communicantes (gap junction) ainsi que par des desmosomes qui assurent la stabilité de cette structure sans s’opposer au passage de l’HA. Le cystosquelette de ces cellules semble être notablement développé. L’examen en microscopie électronique des cellules montre la présence de filaments intracytoplasmiques d’actine d’environ 6 nm de diamètre probablement impliqués dans les phénomènes de contraction cellulaire, de mobilité cellulaire, de phagocytose, de pinocytose et d’adhésion cellulaire. On retrouve également des filaments intracytoplasmiques de vimentine et de desmine d’environ 10 nm de diamètre, également probablement impliqués dans les phénomènes de contraction et de mobilité cellulaire.

La forte densité des fibres dans les lamelles, la largeur des espaces interlamellaires (de 2 à 6 µm) et l’agencement décalé des orifices d’une lamelle à l’autre ne semblent cependant pas être des obstacles à l’élimination de l’HA.

Également appelé trabéculaire cribriforme ou parfois trabéculum endothélial, il constitue la partie la plus externe du trabéculum, situé entre la paroi interne du canal de Schlemm et le trabéculum cornéoscléral, et comprend deux à cinq couches de cellules endothéliales (cellules trabéculaires) réparties au sein d’une substance fondamentale. Les cellules endothéliales présentent de très longs prolongements cytoplasmiques réunissant les cellules entre elles. Ces prolongements contiennent des éléments du cytosquelette cellulaire. Parmi eux, les microfilaments d’actine constituent une armature contractile maintenant la membrane plasmique des cellules et servant de support au barrage que réalise la substance fondamentale extracellulaire. Ces microfilaments interviennent également par leur qualité contractile dans la phagocytose. La matrice extracellulaire (substance fondamentale) est composée de fibres collagène de type 3 essentiellement, synthétisées au niveau des ribosomes des cellules trabéculaires, de fibres d’élastine qui assurent avec le collagène la forme et l’élasticité du tissu extracellulaire, de fibronectine et de laminine responsables de l’adhérence des cellules à leur substrat, enfin de glycosaminoglycanes ou mucopolysaccharides. Synthétisées au niveau de l’appareil de Golgi des cellules trabéculaires, les glycosaminoglycanes sont excrétés des cellules pour former la substance extracellulaire. Hors de la cellule, les glycosaminoglycanes n’existent pas sous forme libre mais liées aux protéines, notamment au collagène, pour former des protéoglycanes qui possèdent une structure poly-anionique. Les sites anioniques sont liés à des molécules d’eau et sont donc à l’origine de l’hydratation de ces macromolécules. Celle-ci tend à réduire la taille des espaces intratrabéculaires et constitue ainsi une gêne à l’élimination de l’HA. Cette hydratation est sous la dépendance d’enzymes lysosomiales intracellulaires qui, par hydrolyse, dépolymérisent les macromolécules, diminuant ainsi le nombre de leurs sites anioniques, leur hydratation et ainsi leur résistance à l’écoulement de l’HA.

De structure vasculaire, le canal de Schlemm chemine dans la partie postérieure de la gouttière sclérale, parallèlement au limbe, et est directement en contact avec le trabéculum cribriforme. Il a une forme annulaire et circulaire. Sa lumière, le plus souvent unique, peut se dédoubler et varie de 200 à 400 µm. Ses deux parois, interne et externe, sont constituées de cellules endothéliales. Les cellules endothéliales de la paroi interne sont en continuité avec le trabéculum juxtacanaliculaire et constituent le mur interne du canal de Schlemm, dernière structure à être traversée avant que l’HA ne soit collectée dans la lumière canalaire. L’endothélium est d’épaisseur irrégulière du fait de la taille des noyaux cellulaires, de la présence de vacuoles géantes intracytoplasmiques et d’expansions cytoplasmiques en doigts de gant faisant saillies dans la lumière du canal. L’examen montre également la présence d’un cytosquelette assez abondant essentiellement composé de filaments d’actine. Les cellules, séparées d’espaces de 15 à 20 nm, sont jointes par différents complexes jonctionnels. La présence de jonctions serrées (zonula occludens) a été rapportée. Des pores et vacuoles de 0,5 à 2 µm de diamètre réalisent des ouvertures de la paroi interne du canal de Schlemm. Le nombre de vacuoles et de pores semble diminuer avec l’âge.

La paroi externe du canal de Schlemm, également composée d’une monocouche continue de cellules endothéliales, donne ensuite naissance à des canaux collecteurs efférents. Leur nombre varie entre 25 et 35. Plus nombreux du côté nasal que du côté temporal, ils s’anastomosent en un plexus veineux intrascléral profond, puis épiscléral, pour se drainer dans les plexus veineux extra-oculaires. Faisant également partie des vaisseaux efférents du canal de Schlemm, les veines aqueuses sont une voie plus directe reliant le canal de Schlemm aux veines épisclérales.

L’absence de barrière épithéliale à la face antérieure de l’iris permet à l’HA d’entrer dans le stroma irien – tissu conjonctif lâche – puis de cheminer en son sein jusqu’aux faisceaux musculaires ciliaires. L’HA gagne ainsi les espaces supraciliaire et suprachoroïdien. De là, elle traverse la sclère directement ou en empruntant les espaces périvasculaires, voies de pénétration des vaisseaux sanguins et des nerfs. Hors de l’œil, dans le tissu orbitaire, l’HA est en partie réabsorbée par les vaisseaux sanguins orbitaires et en partie drainée via les vaisseaux lymphatiques de la conjonctive.

Des études ont montré, en l’absence de rupture de la barrière hémato-aqueuse, la possibilité de passage direct de traceurs de la chambre antérieure jusque dans la lumière des veines de l’iris [92]. La contribution de ce mécanisme n’est pas précisément connue, mais semble mineure en conditions physiologiques.

L’administration topique ou intracamérulaire d’épinéphrine (agoniste α₁, α₂, β₁ et β₂) augmente la capacité d’évacuation d’HA par voie trabéculaire [9]. Les mécanismes d’action ne sont pas précisément connus. Chez le singe, cet effet persiste après l’ablation chirurgicale de l’iris et des muscles ciliaires, suggérant que l’action pharmacologique est réalisée directement sur les cellules endothéliales ou la matrice extracellulaire du trabéculum, mais pas par l’intermédiaire des muscles ciliaires. L’administration topique d’agonistes des récepteurs bêta augmente également la capacité d’évacuation d’HA par voie trabéculaire [58]. Des études ont montré que des cellules endothéliales trabéculaires ou des cellules endothéliales du canal de Schlemm cultivées ex vivo sur une membrane poreuse se contractaient et se séparaient lors de l’ajout d’isoprotérénol ou d’épinéphrine dans le milieu de culture, augmentant le passage endothélial d’HA [127]. Cet effet semble être médié par des récepteurs bêta 2 de la membrane plasmatique des cellules endothéliales du trabéculum et du canal de Schlemm, couplés à des protéines G situées sur la face interne de la membrane plasmatique, dont l’activation aboutit par une cascade de réactions intracytoplasmiques à l’activation de l’enzyme adénylate cyclase et ainsi à la production d’AMP cyclique. Cet effet est bloqué par le timolol, mais pas par le bétaxolol, suggérant l’absence de récepteurs β₁ dans le trabéculum des primates [2, 97].

D’autres études ont également démontré que l’administration topique ou intracamérulaire d’agonistes adrénergiques (épinéphrine, norépinéphrine et isoprotérénol) augmentait la concentration d’AMP cyclique dans l’HA, et que l’injection d’AMP cyclique en chambre antérieure diminuait la PIO [109].

Des études ont montré que l’administration d’indométacine ou d’antagonistes aux récepteurs à l’adénosine A1 inhibait l’effet de l’administration d’AMP cyclique, suggérant que cette dernière pouvait agir non seulement par contraction des cellules endothéliales trabéculaires, mais également en induisant la production de prostaglandines ou en activant les récepteurs à l’adénosine [33].

Les agonistes adrénergiques peuvent faciliter la disruption des filaments intracytoplasmiques d’actine, modifiant ainsi la forme des cellules endothéliales trabéculaires, altérant l’adhésion de ces cellules à la matrice extracellulaire et également l’adhésion des cellules endothéliales les unes aux autres [132]. Ainsi, la cytochalasine (inhibiteur de la polymérisation des molécules d’actine) potentialise l’effet de l’épinéphrine sur la capacité d’évacuation de l’HA, alors que la phalloïdine (inhibiteur de la dépolymérisation des molécules d’actine) inhibe ce même effet [96, 98]. L’épinéphrine inhibe également les mitoses et l’activité de phagocytose des cellules endothéliales trabéculaires in vivo.

La stimulation des récepteurs bêta-adrénergiques du muscle ciliaire aboutit à un relâchement des fibres musculaires et à une augmentation du flux uvéoscléral [124]. A contrario, les antagonistes des récepteurs bêta-adrénergiques (bêtabloquants) ne semblent pas diminuer le flux uvéoscléral lorsqu’ils sont administrés seuls [106]. Les bêtabloquants peuvent en revanche inhiber l’effet de l’épinéphrine sur le flux uvéoscléral. Les agonistes des récepteurs α₂ peuvent également influer sur la voie uvéosclérale. Des études ont ainsi montré, chez l’homme, que la brimonidine augmentait le flux uvéoscléral alors que l’apraclonidine tendait plutôt à le diminuer [120]. Il a même été suggéré que l’effet à court terme de la brimonidine sur la PIO était essentiellement lié à la réduction de la sécrétion aqueuse, mais que l’effet à long terme était majoritairement lié à l’augmentation du flux uvéoscléral [118].

Du fait de l’insertion de l’extrémité antérieure du muscle ciliaire sur l’éperon scléral et sur le trabéculum cribiforme, l’état du muscle ciliaire exerce une influence sur la configuration du trabéculum. Quand le muscle ciliaire se contracte, le trabéculum est étiré, entraînant un élargissement des espaces entre les lamelles du trabéculum. De même, la traction exercée sur les fibrilles élastiques du trabéculum cribriforme dont certaines adhèrent aux cellules endothéliales du mur interne du canal de Schlemm pourrait augmenter le diamètre de celui-ci. Ainsi, l’accommodation, la stimulation électrique de la III^e paire crânienne et l’administration topique ou systémique d’agonistes adrénergiques augmentent l’élimination de l’HA par voie trabéculaire, alors que les agonistes cholinergiques (atropine, etc.) la diminuent [7, 8]. Après désinsertion chirurgicale de l’iris et des muscles ciliaires, l’effet de la pilocarpine sur l’évacuation trabéculaire de l’HA disparaît, suggérant que l’effet est uniquement dû à son action sur les muscles ciliaires, sans action pharmacologique directe sur le trabéculum [59].

De façon intéressante, des études ont mis en évidence la présence de mécanorécepteurs dans les tissus conjonctifs de l’éperon scléral et des tissus voisins [114]. Ces récepteurs sensibles à l’étirement ou à la déformation des tissus et connectés à des fibres nerveuses du système parasympathique pourraient ainsi conférer au trabéculum une certaine aptitude à autoréguler l’évacuation de l’HA et ainsi la PIO.

La contraction des muscles ciliaires induite par la pilocarpine réduit la taille des espaces entre les fibres musculaires, diminuant l’élimination aqueuse par voie uvéosclérale [59, 114]. Cet effet est néanmoins mineur, et négligeable comparé à l’augmentation de l’élimination par voie trabéculaire, expliquant l’effet global sur la PIO. A contrario, la relaxation induite par l’atropine augmente la taille des espaces entre les fibres musculaires [59].

La composition biochimique et l’organisation structurale de la matrice extracellulaire composant les lamelles trabéculaires et entourée d’un manchon de cellules endothéliales trabéculaires jouent également un rôle majeur dans la perméabilité du trabéculum à l’HA (voir plus loin « Corticostéroïdes et trabéculum »). Ainsi, différents agents dégradant les glycosaminoglycanes ou les protéoglycanes (hyaluronidase, alphachymotrypsine, collagénases, facteurs de croissance inducteurs de métalloprotéinases tels que le TGF-β, agonistes des récepteurs à l’adénosine, etc.) administrés dans la chambre antérieure ou par voie topique augmentent le flux d’HA éliminé par voie trabéculaire, chez l’animal ou chez l’homme [10, 18, 21].

La composition biochimique et l’organisation structurale de la matrice extracellulaire entourant les fibres musculaires du muscle ciliaire jouent un rôle majeur dans la perméabilité de cette structure à l’HA. La matrice extracellulaire du muscle ciliaire est essentiellement composée de collagène de types 1, 3 et 4, de fibronectine et de laminine [130]. Une modification de l’équilibre entre la biosynthèse et la biodégradation de ces différentes molécules peut modifier la perméabilité du corps ciliaire à l’HA, l’importance du flux uvéoscléral et de ce fait la PIO. Les prostaglandines, métabolites de l’acide arachidonique obtenus par action de phospholipases sur les phospholipides membranaires, sont fortement impliquées dans la régulation de la composition de la matrice extracellulaire des tissus du segment antérieur de l’œil. Les prostaglandines de type PGF2α, ainsi que les analogues de prostaglandines agonistes des récepteurs aux PGF2α, multiplient d’un facteur deux à trois le débit d’HA éliminée par voie uvéoscléral [44]. Cette augmentation majeure du débit uvéoscléral entraîne une diminution secondaire du débit trabéculaire.

Nombre d’études ont montré de très nombreux effets des PGF2α ou de leurs analogues sur les différents tissus oculaires. L’effet hypotenseur semble néanmoins être essentiellement dû à un remodelage de la matrice extracellulaire de la racine de l’iris, du muscle ciliaire et de la portion antérieure de la sclère. Au niveau du stroma irien et du muscle ciliaire, ces agents entraînent une augmentation de l’expression de différentes métalloprotéinases (MMP-1, -2 et -3), associée à une diminution de la composition en collagène de types 1, 2, 3 et 4, en fibronectine et en laminine [70, 103]. Histologiquement, ces agents augmentent la taille des espaces entre les fibres musculaires, entraînent une réorganisation de ces espaces avec une uniformisation de leurs orientations et l’apparition des structures bordées par des cellules endothéliales et comparables à des structures de drainage lymphatique [71, 133]. Au niveau de la sclère, ces agents induisent également une augmentation de l’expression de différentes métalloprotéinases (MMP-1, -2 et -3), associée à un remodelage de la composition et de l’organisation structurale des lamelles de collagène qui forment la sclère [131]. Différentes études ont montré une augmentation de la perméabilité de la sclère à différents traceurs (dextrans, albumine, etc.) [61].

Les sous-types de récepteurs aux prostaglandines responsables des effets des prostaglandines PGF2α et de leurs analogues sur la voie uvéosclérale ne sont pas exactement connus. Les récepteurs EP1, EP2, EP3 et FP semblent être impliqués, à des degrés divers en fonction de l’espèce considérée et des agents agonistes utilisés [5, 108]. L’administration d’agents stimulant simultanément plusieurs de ces récepteurs semble être plus efficace pour augmenter le flux uvéoscléral et diminuer la PIO que la stimulation isolée d’un seul de ces récepteurs.